Maladie des anneaux bruns de la palourde Japonaise
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Catégorie 1 (non observée au Canada)
Common, generally accepted names of the organism or disease agent
Maladie de l'anneau brun chez la palourde japonaise.
Nom scientifique ou classification taxonomique
Vibrio tapetis, appelé initialement Vibrio Predominant 1 (groupe ou souche Vibrio P1) (Paillard et Maes 1990a et b), est une bactérie à Gram négatif, fermentative, motile et non sporulée en forme de bâtonnets incurvés qui est oxydase-positive et dont la croissance est inhibée par le vibriostat 0/129. On peut le distinguer d'autres espèces de Vibrio au moyen des éléments suivants : croissance à 4 °C; pas de croissance à des températures supérieures à 22 °C et à une salinité excédant 5 % de NaCl; pas de production d'arginine dihydrolase, de lysine décarboxylase ni d'ornithine décarboxylase; réaction de Voges-Proskauer (Borrego et al. 1996a et b). La virulence des isolats varie en fonction de la souche bactérienne et de l'espèce de palourde étudiée.
Répartition géographique
Toute la côte atlantique européenne jusqu'à l'Afrique du Nord, y compris les côtes française, portugaise, espagnole, italienne, anglaise, irlandaise et norvégienne. Parfois détecté dans les mers Méditerranée et Adriatique (Paillard 2004; Paillard et al. 2008). En 2006, la maladie de l'anneau brun causée par V. tapetis a été signalée sur Venerupis = Ruditapes philippinarum sur la côte ouest de la Corée (Park et al. 2006).
Espèces hôtes
La maladie de l'anneau brun a été détectée dans des populations sauvages de Venerupis (= Tapes, = Ruditapes) philippinarum, Venerupis aurea, Tapes(= Ruditapes) decussatus et Dosinia exoleta. Parmi ces palourdes, V. philippinarum est généralement la plus sensible à la maladie et est la seule espèce connue chez qui la maladie entraîne une mortalité. Toutefois, V. tapetis a également été isolé chez Cerastoderma edule (qui ne montre pas de signes de maladie) à Quiberon, en France (Maes et Paillard 1992) et transmis de façon expérimentale à Tapes rhomboïdes. Des souches semblables à Vibrio tapetis ont également été détectées dans des poissons d'élevage au cours d'épidémies mortelles : crénilabre mélops, Crenilabrus (= Symphodus) melops, en Norvège (Jensen et al. 2003, Paillard et al. 2008) et flétan, Hippoglossus hippoglossus, en Écosse (Reid et al. 2003a).
Impact sur les hôtes
Vibrio tapetis adhère à la surface des lames périostracales sur le bord du manteau de la coquille, puis la colonise progressivement. La perturbation des lames périostracales qui en résulte entraîne le dépôt irrégulier de périostracum tout autour de la surface interne de la coquille, ce qui cause une accumulation d'une matière organique brune qui est symptomatique de la maladie. L'infection perturbe également le processus normal de calcification lors de la formation de la coquille. Les paramètres hémolymphatiques de l'abondance des hémocytes et de l'activité des peptidases ont été affectés par provocation expérimentale (inoculation). Allam et al. (2002) ont conclu que la mortalité des palourdes associée à la maladie de l'anneau brun résultait probablement de la pénétration de V. tapetis dans l'espace extrapalléal en raison de la perturbation des lames périostracales. À partir de l'espace extrapalléal, les bactéries finissent par pénétrer dans les tissus mous en passant par l'épithélium du manteau, où la prolifération bactérienne peut entraîner de graves dommages, puis la mort. Par ailleurs, les palourdes infectées présentaient une diminution considérable du glycogène, ce qui laisse penser que les mortalités de masse pourraient être exacerbées par la dégénération de l'activité métabolique (Plana et al. 1996). Les lésions tissulaires n'ont pas été systématiquement observées avant les stades avancés de la maladie auxquels des altérations de la glande digestive et du manteau ont été détectées (Plana et Le Pennec 1991, Paillard 1992). Une corrélation négative entre l'étendue (le niveau) de la maladie de l'anneau brun et l'indice de condition des palourdes (rapport entre le poids humide des tissus mous et le poids sec de la coquille) et le bilan énergétique (coûts d'entretien) a été remarquée (respectivement par Park et al. 2006 et Sante Marie et al. 2008). Par conséquent, les palourdes infectées présentent souvent une perte de poids considérable, des activités associée à un système immunitaire déprimé et finalement une mortalité de masse, qui se produit généralement en hiver. Les palourdes peuvent guérir de la maladie en recouvrant le dépôt organique brun par de la coquille, un processus appelé nacrézation (Paillard 1992).
Depuis la première détection de la maladie de l'anneau brun en 1987, elle a été associée à une mortalité de masse dans divers parcs d'élevage de palourdes le long de la côte ouest de la France (Paillard et al. 1989), puis elle s'est répandue le long de la côte atlantique européenne (Flassch et al. 1992). En Bretagne (France), l'élevage de palourdes a été complètement décimé et l'élevage intensif de petites praires n'a pas repris dans cette région (Paillard 2004). En Corée, la maladie de l'anneau brun et l'isolement de V. tapetis ont été signalées dans des V. philippinarum prélevées dans une région ayant connu des mortalités massives et des déclins exceptionnels dans la récolte de palourdes depuis 1993 (Park et al. 2006). Bien que ces pertes de production de palourdes soient liées à des niveaux anormalement élevés de Perkinsus olseni, l'implication possible d'autres agents pathogènes, comme V. tapetis, doit être évaluée (Park et al. 2006). Une relation positive entre une charge plus élevée de parasites et les signes de la maladie de l'anneau brun a également été signalée chez des palourdes provenant de régions du sud de l'Europe (Figueras et al. 1996).
Allam et al. (2001) ont démontré que les V. philippinarum provenant du sud de la baie Puget, dans l'État de Washington, aux États-Unis, étaient plus résistantes à la maladie de l'anneau brun que la même espèce de palourde de la baie de Brest, en Bretagne, en France, et que les T. decussatus également recueillies dans la baie de Brest étaient plus résistantes que les deux stocks de V. philippinarum. Les résultats donnent à penser que la résistance à la maladie de l'anneau brun peut être liée à la concentration d'hémocytes granulaires et à l'activité phagocytique des hémocytes. Plusieurs autres études ont examiné les facteurs de défense de V. philippinarum et d'autres bivalves face à V. tapetis et d'autres Vibrio spp. (Oubella et al. 1993, 1994, 1996; Allam et Paillard 1998; Allam et Ford 2006; Allam et al. 2000a, 2000b, 2006; Choquet et al. 2003; Reid et al. 2003b). Castro et al. (2002) ont indiqué que des produits extracellulaires diffusibles provenant de certains isolats de Vibrio tubiashii inhibaient la croissance de 27 souches de V. tapetis.
Techniques de diagnostic
Observations générales
Croissance freinée et dépôt de conchyoline de couleur brune le long du bord d'attaque du manteau adhérant à la surface interne de la coquille, entre la ligne palléale et le bord extérieur de la coquille chez des palourdes juvéniles et adultes. L'étendue de la maladie de l'anneau brun peut être évaluée à l'aide d'un système de classification décrit par Paillard et Maes (1994). Notez que les dépôts de conchyoline sont une réponse défensive des bivalves et ne sont pas dus exclusivement à V. tapetis. Ainsi, les signes généraux ne permettent de diagnostiquer la maladie de l'anneau brun que si V. tapetis a été détecté chez le bivalve malade (Mortensen et al. 2007).
Maladie de l'anneau brun causée par Vibrio tapetis sur la surface interne de la coquille de Venerupis (= Ruditapes) philippinarum. Image de Miossec (2006).
Dépôts anormaux de conchyoline adhérant à la surface interne des valves le long du bord du manteau, un signe typique de la maladie de l'anneau brun. Image de Paillard (2006).
Histologie
Vibrio tapetis peut être observé dans les lames périostracales de sections décalcifiées de la coquille et le bord du manteau malade préparé en vue d'un examen histologique et imprégné d'hématoxyline et d'éosine (Paillard et Maes 1995b). Il est possible d'améliorer la visibilité des bactéries au moyen d'une technique d'immunofluorescence indirecte en utilisant des anticorps polyclonaux contre V. tapetis (Paillard 1992; Paillard et Maes 1995a, 1995b; Allam et al. 1996, 2000b).
Microscopie électronique
Altérations des lames périostracales par une couche supplémentaire, riche en vacuoles et en particules cellulaires, entre le périostracum et la couche matricielle fibreuse. Entre 1 et 4 semaines après la provocation au V. tapetis, le dépôt s'élargit et s'épaissit progressivement, puis est envahi par de nombreuses bactéries (Paillard et Maes 1995b).
Immunoessai
Des anticorps polyclonaux contre une souche de référence de V. tapetis ont été utilisés avec succès en Espagne, en France et en Angleterre afin de détecter et d'identifier cette bactérie à l'aide du test d'agglutination sur lame, d'une technique d'immunofluorescence indirecte, d'un essai immunoenzymatique indirect d'hybridation sur tache et d'un essai immuno-enzymatique (ELISA) (Paillard 2004). Le test ELISA peut être utilisé pour analyser les fluides extrapalléaux et l'hémolymphe de palourdes présentant des signes généraux de la maladie (Noel et al. 1996; Allam et al. 2002). La limite de détection du test ELISA est d'environ 5 x 104 unités formatrices de colonies par millilitre de fluide extrapalléal (Paillard 2004). Seul l'analyse immunoenzymatique indirecte d'hybridation sur tache montrait une réactivité croisée faible avec quelques autres espèces de Vibrio isolées de palourdes malades (Castro et al. 1995). Deux isolats de Tapes decussatus ne présentaient pas d'agglutination avec l'immunosérum contre V. tapetis, même s'ils étaient biochimiquement semblables à V. tapetis (Novoa et al. 1998). Les caractérisations antigéniques ont indiqué que V. tapetis constituait un groupe homogène et avait des profils protéinique et lipopolysaccharidique différents par rapport à d'autres espèces de Vibrio isolés chez des palourdes malades (Castro et al. 1996, Paillard 2004).
Culture
Les bactéries Vibrio peuvent être isolées sur une gélose marine ordinaire (2216 E, Difco). Il est possible de sélectionner des V. tapetis potentiels par la sous-culture d'isolats dans des milieux sélectifs d'après quatre caractéristiques principales : non-utilisation de sucrose et de mannitol, croissance sur TCBS (thiosulfate-citrate-bile sucrose), et absence de croissance à des températures supérieures à 27 °C. Les colonies répondant à ces quatre critères doivent être isolées et purifiées, puis soumises à une caractérisation phénotypique, sérologique et moléculaire (Paillard 2004). Notez que différentes souches ou espèces de Vibrio ont été isolées chez V. philippinarum présentant des signes de maladie de l'anneau brun en Espagne (Castro et al. 1992, 2002). La relation antagoniste établie entre V. tapetis et le microbiota Vibrio spp. de palourdes pourrait expliquer l'échec de l'isolement dans un milieu de placage de V. tapetis provenant de palourdes atteintes de la maladie de l'anneau brun sur la côte atlantique sud de l'Espagne (Castro et al. 2002). Par ailleurs, l'isolement de V. tapetis à l'aide de méthodes bactériologiques prend du temps et peut ne pas fournir de diagnostic clair, car la bactérie croît lentement et n'est généralement pas prédominante dans la microflore hétérotrophe totale (Mortensen et al. 2007).
Les cultures infectent V. philippinarum lorsqu'elles sont injectées dans la cavité palléale, ce qui entraîne l'apparition de signes cliniques dans les 4 semaines suivant l'injection. Vibrio tapetis est une bactérie à Gram négatif, fermentative, motile et non sporulée en forme de bâtonnets incurvés qui est oxydase-positive et dont la croissance est inhibée par le vibriostat 0/129. On peut le distinguer d'autres espèces de Vibrio au moyen des éléments suivants : croissance à 4 °C; pas de croissance à des températures supérieures à 27 °C et à une salinité excédant 5 % de NaCl; pas de production d'arginine dihydrolase, de lysine décarboxylase ni d'ornithine décarboxylase; réaction de Voges-Proskauer positive (Paillard 2004).
Sondes à ADN
La séquence d'au moins 4 gènes individuels (ADNr 16S, gyrase, rpoD, recA) peut être utilisée pour confirmer l'identité de V. tapetis. Une méthode de détection d'une réaction en chaîne de la polymérase (PCR) a été élaborée pour V. tapetis à l'aide d'une hybridation sur tache et d'une amorce propre à l'espèce qui cible l'ADNr 16S (Paillard et al. 2006; Park et al. 2006; Rodríguez et al. 2006). La limite de détection est d'environ 102 unités formatrices de colonies par millilitre de fluide extrapalléal de palourde ou d'homogénats tissulaires (Paillard 2004; Paillard et al. 2006). La séquence d'ADN du produit de la PCR devrait être comparée aux séquences d'ADN génomique pour V. tapetis disponibles dans GenBank et peut-être à l'aide du site Web Vibrionaceae Multi Locus Sequence Analysis créé par Marcos Renato R. Araujo et Fabiano L. Thompson, hébergé par l'Université d'État de Campinas (Thompson et al. 2005).
Les tendances au polymorphisme de longueur des fragments de restriction (RFLP) de l'ADN plasmide provenant de plusieurs souches de V. tapetis indiquaient que la souche du poisson (crénilabre mélops) en Norvège différait des souches isolées chez des bivalves en France et en Grande-Bretagne (Le Chevalier et al. 2003). Par ailleurs, différentes analyses moléculaires, y compris le ribotypage, l'électrophorèse sur gel en champ pulsé et les méthodes de typage basées sur la PCR (PCR par consensus intergénique répétitif d'entérobactérie [ERIC], PCR extragénique répétitive palindromique [REP] et PCR par amplification aléatoire de l'ADN polymorphe [RAPD]) ont révélé des groupes génétiques de V. tapetis qui étaient fortement corrélés à l'origine de l'hôte (Romalde et al. 2002, Rodríguez et al. 2006).
Remarque : Après l'évaluation de quatre techniques pour le diagnostic de la maladie de l'anneau brun (analyse de la valve de la coquille, isolement et caractérisation microbienne, analyse de la réaction en chaîne de la polymérase de Rodríguez et al. [2006], et analyse de la réaction en chaîne de la polymérase de Paillard et al. [2006]), Drummond et al. (2006) ont déterminé qu'employées seules, aucune des quatre techniques ne suffisait à établir efficacement le diagnostic efficace de la maladie de l'anneau brun. La combinaison de l'analyse de la valve de la coquille et de l'analyse de la réaction en chaîne de la polymérase de Paillard et al. (2006) s'est révélée être la plus sensible et la plus rapide parmi les combinaisons testées (Drummond et al. 2006).
Méthodes de contrôle
L'évaluation de la santé des naissains de palourdes (juvéniles) avant l'ensemencement et la réduction de la densité d'ensemencement peut être bénéfique (Flassch et al. 1992). Des études menées en laboratoire ont démontré que le stress provoqué par l'environnement était lié au développement de la maladie. Plus particulièrement, Reid et al. (2003b) ont découvert que la prévalence de la maladie était plus élevée à de faibles salinités (20 ‰) qu'à de fortes salinités (40 ‰). Par ailleurs, le type de substrat dans les parcs à palourdes avait une influence significative sur la maladie. Vibrio tapetis a été détecté dans le milieu marin (eau et sédiment) et dans divers tissus de palourdes (fluides extrapalléaux et palléaux, et hémolymphe, en plus des fèces et pseudofèces de palourdes) (Mortensen et al., 2007). Les études en laboratoire ont indiqué que la voie de transmission la plus probable était le contact direct avec des palourdes infectées (Martinez-Mazanares et al. 1998) et les fèces de palourdes malades (Mortensen et al. 2007). L'observation de l'absence de la maladie dans les zones d'enzootie dont les températures estivales sont élevées a été appuyée par les données expérimentales qui montraient que les faibles températures (14 °C ou moins) touchaient fortement le développement de la maladie de l'anneau brun (Paillard et al. 2004) et un processus de rétablissement se produisait à des températures de 21 °C ou plus. Allam et al. (1999) et Paillard et al. (1999, 2004) ont indiqué que les températures élevées augmentaient le mécanisme de défense cellulaire potentiel, en particulier la phagocytose de V. tapetis par les hémocytes dans le fluide extrapalléal des palourdes, et réduisaient la croissance de V. tapetis. D'autres facteurs environnementaux peuvent limiter le développement de la maladie de l'anneau brun. Par exemple, V. tapetis a été détecté chez des V. philippinarum provenant d'un certain nombre de baies côtières du nord et de l'ouest de l'Irlande, sans qu'il soit prouvé qu'il s'agit de la maladie de l'anneau brun, mais il a été démontré que V. philippinarum d'Irlande était sensible à la maladie de l'anneau brun en laboratoire (Drummond et al. 2007).
Références
Allam, B. et S.E. Ford. 2006. Effects of the pathogenic Vibrio tapetis on defence factors of susceptible and non-susceptible bivalve species: I. Haemocyte changes following in vitro challenge. Fish and Shellfish Immunology 20: 374-383.
Allam, B. et C. Paillard. 1998. Defense factors in clam extrapallial fluids. Diseases of Aquatic Organisms 33: 123-128.
Allam, B., C. Paillard et P. Maes. 1996. Localization of the pathogen Vibrio P1 in clams affected by brown ring disease. Diseases of Aquatic Organisms 27: 149-155.
Allam, B., K.A. Ashton-Alcox et S.E. Ford. 1999. Resistance to brown ring disease in clams: potential cellular mechanisms. Journal of Shellfish Research 18: 294-295. (Résumé).
Allam, B., C. Paillard et M. Auffret. 2000a. Alterations in hemolymph and extrapallial fluid parameters in the Manila clam, Ruditapes philippinarum, challenged with the pathogen Vibrio tapetis. Journal of Invertebrate Pathology 76: 63-69.
Allam, B., C. Paillard, A. Howard et M. Le Pennec. 2000b. Isolation of the pathogen Vibrio tapetis and defense parameters in brown ring diseases Manila clams Ruditapes philippinarum cultivated in England. Diseases of Aquatic Organisms 41: 105-113.
Allam, B., K.A. Ashton-Alcox et S.E. Ford. 2001. Haemocyte parameters associated with resistance to brown ring disease in Ruditapes spp. clams. Developmental and Comparative Immunology 25: 365-375.
Allam, B., C. Paillard et S.E. Ford. 2002. Pathogenicity of Vibrio tapetis, the etiological agent of brown ring disease in clams. Diseases of Aquatic Organisms 48: 221-231.
Allam, B., C. Paillard, M. Auffret et S.E. Ford. 2006. Effects of the pathogenic Vibrio tapetis on defence factors of susceptible and non-susceptible bivalve species: II Cellular and biochemical changes following in vivo challenge. Fish and Shellfish Immunology 20: 384-397.
Borrego, J.J., D. Castro, A. Luque, C. Paillard, P. Maes, M.T. Garcia et A. Ventosa. 1996a. Vibrio tapetis sp. nov., the causative agent of the brown ring disease affecting cultured clams. International Journal of Systematic Bacteriology 46: 480-484.
Borrego, J.J., A. Luque, D. Castro, J.A. Santarnaría et E. Martínez-Manzanares. 1996b. Virulence factors of Vibrio Pl, the causative agent of Brown Ring Disease in the Manila clam, Ruditapes philippinarum. Aquatic Living Resources 9: 125-136.
Castro, D., E. Martinez-Manzanares, A. Luque, B. Fouz, M.A. Moriñigo, J.J. Borrego et A.E. Toranzo. 1992. Characterization of strains related to brown ring disease outbreaks in southwestern Spain. Diseases of Aquatic Organisms 14: 229-236.
Castro, D., A. Luque, J.A. Santamaría, P. Maes, E. Martínez-Manzanares et J.J. Borrego. 1995. Development of immunological techniques for the detection of the potential causative agent of the brown ring disease. Aquaculture 132: 97-104.
Castro, D., J.A. Santamaria, A. Luque, E. Martinez-Manzanares et J.J. Borrego. 1996. Antigenic characterization of the etiological agent of the brown ring disease affecting Manila clams. Systematic and Applied Microbiology 19: 231-239.
Castro, D., J.A. Santamaría, A. Luque, E. Martínez-Manzanares et J.J. Borrego. 1997. Determination of the etiological agent of brown ring disease in southwestern Spain. Diseases of Aquatic Organisms 29: 181-188.
Castro, D., M.J. Pujalte, L. Lopez-Cortes, E. Garay and J.J. Borrego. 2002. Vibrios isolated from the cultured Manila clam Ruditapes philippinarum): numerical taxonomy and antibacterial activities. Journal of Applied Microbiology 93: 438–447.
Choquet, G., P. Soudant, C. Lambert, J.L. Nicolas et C. Paillard. 2003. Reduction of adhesion properties of Ruditapes philippinarum hemocytes exposed to Vibrio tapetis. Diseases of Aquatic Organisms 57: 109-116.
Drummond, L.C., P. O'Reilly, M.F. Mulcahy et S.C. Culloty. 2006. Comparison of techniques for diagnosis of brown ring disease and detection of Vibrio tapetis in the Manila clam, Venerupis Ruditapes) philippinarum. Journal of Shellfish Research 25: 1043-1049.
Drummond, L.C., S. Balboa, R. Beaz, M.F. Mulcahy, J.L. Barja, S.C. Culloty et J.L. Romalde. 2007. The susceptibility of Irish-grown and Galician-grown Manila clams, Ruditapes philippinarum, to Vibrio tapetis and Brown Ring Disease. Journal of Invertebrate Pathology 95: 1-8.
Flassch, J.P., J. Barret, J. Mazurie, P. Maes, J.L. Nicolas, T. Noël, C. Paillard et M. Le Pennec. 1992. L'elevage de la palourde, programme national de recherche sur la maladie de l'anneau brun (ed.). Société Française de Malacologie, Les Mollusques Marins. Biologie et Aquaculture, Brest, France IFREMER, Actes de Colloques, p. 127-140.
Figueras, A., J.A.F. Robledo et B. Novoa. 1996. Brown ring disease and parasites in clams Ruditapes decussatus and R. philippinarum) from Spain and Portugal. Journal of Shellfish Research 15: 363-368.
Jensen, S., O.B. Samuelsen, K. Andersen, L. Torkildsen, C. Lambert, G. Choquet, C. Paillard et Ø. Bergh. 2003. Characterization of strains of Vibrio splendidus and V. tapetis isolated from corkwing wrasse Symphodus melops suffering vibriosis. Diseases of Aquatic Organisms 53: 25-31.
Le Chevalier, P., C. Le Boulay et C. Paillard. 2003. Characterization by restriction fragment length polymorphism and plasmid profiling of Vibrio tapetis strains. Journal of Basic Microbiology 43: 414-422.
Lopez-Cortes, L., A. Luque, Martinez-Manzanares, D. Castro et J.J. Borrego. 1999. Adhesion of Vibrio tapetis to clam cells. Journal of Shellfish Research 18: 91-97.
Maes, P. et C. Paillard. 1990. The etiological agent of the brown ring disease (BRD) in Tapes philippinarum. In: A. Figueras (ed.). Abstracts, Fourth International Colloquium on Pathology in Marine Aquaculture, 17-21 Sept. 1990, Vigo (Ponteverdra), Spain. Instituto de Investigaciones Marinas - CSIC, Vigo, p. 18-19.
Maes, P. et C. Paillard. 1992. Effet du Vibrio P1, pathogene de Ruditapes philippinarum, sur d'autres especes de bivalves. (Effect of Vibrio P1, pathogen of Ruditapes philippinarum on various species of bivalves). Société Française de Malacologie, Les Mollusques Marins. Biologie et Aquaculture, November 9, 1990, Brest, France. IFREMER, Actes de Colloques, 14: 141-148. (Pour consulter la version électronique à voir : https://archimer.ifremer.fr/doc/1992/acte-926.pdf).
Martinez-Manzanares, E., D. Castro, J.I. Navas, M.L. Lopez-Cortes et J.J. Borrego. 1998. Transmission routes and treatment of brown ring disease affecting Manila clams Tapes philippinarum). Journal of Shellfish Research 17: 1051-1056.
Miossec, L. 2006. Effects of pathogenic Vibrio tapetis on defense factors of susceptible and non-susceptible bivalve species – two recently published results. DIPnet - Disease Interactions and Pathogen exchange between farmed and wild aquatic animal populations - a European network, Newsletter 29, p. 1.
Mortensen, S., I. Arzul, L. Miossec, C. Paillard, S. Feist, G. Stentiford, T. Renault, D. Saulnier et A. Gregory. 2007. Molluscs and crustaceans, 5.3.7 Brown ring disease (infections with Vibrio tapetis). In: Raynard, R., T. Wahli, I. Vatsos, S. Mortensen (eds.) Review of disease interactions and pathogen exchange between farmed and wild finfish and shellfish in Europe. VESO on behalf of DIPNET, Oslo. p. 341-347.
Noel, T., E. Aubree, D. Blateau, E. Mialhe et H. Grizel. 1990. Treatments against the Vibrio P1, suspected to be responsible for mortalities in Ruditapes philippinarum. In: A. Figueras (ed.). Abstracts, Fourth International Colloquium on Pathology in Marine Aquaculture, 17-21 Sept. 1990, Vigo (Ponteverdra), Spain. Instituto de Investigaciones Marinas - CSIC, Vigo, p. 22-23.
Noel, T., E. Aubree, D. Blateau, E. Mialhe et H. Grizel. 1992. Treatments against the Vibrio P1, suspected to be responsible for mortalities in Tapes philippinarum. Aquaculture 107: 171-174.
Noel, T., J.-L. Nicolas, V. Boulo, E. Mialhe et P. Roch. 1996. Development of a colony-blot ELISA assay using monoclonal antibodies to identify Vibrio P1 responsible for « brown ring disease »: in the clam Tapes philippinarum. Aquaculture 146: 171-178.
Novoa, B., A. Luque, D. Castro, J.J. Borrego et A. Figueras. 1998. Characterization and infectivity of four bacterial strains isolated from brown ring disease-affected clams. Journal of Invertebrate Pathology 71: 34-41.
Oubella, R., P. Maes, C. Paillard et M. Auffret. 1993. Experimentally induced variation in hemocyte density for Ruditapes philippinarum and R. decussatus (Mollusca, Bivalvia). Diseases of Aquatic Organisms 15: 193-197.
Oubella, R., C. Paillard, P. Maes et M. Auffret. 1994. Changes in hemolymph parameters in the Manila clam Ruditapes philippinarum (Mollusca, Bivalvia) following bacterial challenge. Journal of Invertebrate Pathology 64: 33-38.
Oubella, R., P. Maes, B. Allam, C. Paillard et M. Auffret. 1996. Selective induction of hemocytic response in Ruditapes philippinarum (Bivalvia) by different species of Vibrio (Bacteria). Aquatic Living Resources 9: 137-143.
Paillard, C. 1992. Étiologie et caractérisation de la maladie de l'anneau brun chez la paloude d'élevage Ruditapes philippinarum. Thèse de Doctorat, Université de Brest, Vol 1, 296 pp.; Vol 2, 100 pp.
Paillard, C. 2004. A short-review of brown ring disease, a vibriosis affecting clams, Ruditapes philippinarum and Ruditapes decussatus. Aquatic Living Resources 17: 467-475.
Paillard, C. 2006. Shellfish and Crustaceans: Brown ring disease in wild clams and fishes. A consequence of manila clam introduction? Second Open DIPNET workshop, April 3-4, 2006, Prague. DIPnet, Disease Interactions and Pathogen exchange between farmed and wild aquatic animal populations - a European NETwork.
Paillard, C. et P. Maes. 1990a. The brown ring disease in Tapes philippinarum: adherence of the Vibrio P1 strain to the periostracum. In: A. Figueras (ed.). Abstracts, Fourth International Colloquium on Pathology in Marine Aquaculture, 17-21 Sept. 1990, Vigo (Ponteverdra), Spain. Instituto de Investigaciones Marinas - CSIC, Vigo, p. 20-21.
Paillard, C. et P. Maes. 1990b. Étiologie de la maladie de l'anneau brun chez Tapes philippinarum: pathogénicité d'un Vibrio sp. Comptes Rendus de l'Académie des Sciences Paris, Série III 310: 15-20.
Paillard, C. et P. Maes. 1994. Brown ring disease in the Manila clam Ruditapes philippinarum: establishment of a classification system. Diseases of Aquatic Organisms 19: 137-146.
Paillard, C. et P. Maes. 1995a. The brown ring disease in the Manila clam Ruditapes philippinarum I. Ultrastructural alterations of the periostracal lamina. Journal of Invertebrate Pathology 65: 91-100.
Paillard, C. et P. Maes. 1995b. The brown ring disease in the Manila clam Ruditapes philippinarum II. Microscopic study of the brown ring syndrome. Journal of Invertebrate Pathology 65: 101-110.
Paillard, C., L. Percelay, M. Le Pennec et D. Le Picard. 1989. Origine pathogène de l' « anneau brun » chez Tapes philippinarum (Mollusque, bivalve). Comptes Rendus Académie des Sciences Paris, Série III 309: 235-241.
Paillard, C., P. Maes et R. Oubella. 1994. Brown ring disease in clams. Annual Review of Fish Diseases 4: 219-240.
Paillard, C., B. Allam, R. Oubella et S.E. Ford. 1999. Temperature effects on brown ring disease susceptibility and defense-related activities in the Manila clam, Ruditapes philippinarum. Journal of Shellfish Research 18: 298. (Résumé).
Paillard, C., B. Allam et R. Oubella. 2004. Effect of temperature on defense parameters in Manila clam Ruditapes philippinarum challenged with Vibrio tapetis. Diseases of Aquatic Organisms 59: 249-262.
Paillard, C., S. Gausson, J.L. Nicolas, J.P. Le Pennec et D. Haras. 2006. Molecular identification of Vibrio tapetis, the causative agent of the brown ring disease of Ruditapes philippinarum. Aquaculture 253: 25-38.
Paillard, C., K. Korsnes, P. Le Chevalier, C. Le Boulay, L. Harkestad, A. Grete Eriksen, E. Willassen, Ø. Bergh, C. Bovo, C. Skår et S. Mortensen. 2008. Vibrio tapetis-like strain isolated from introduced Manila clams Ruditapes philippinarum showing symptoms of brown ring disease in Norway. Diseases of Aquatic Organisms 81: 153–161.
Park, K.-I., C. Paillard, P. Le Chevalier et K.-S. Choi. 2006. Report on the occurrence of brown ring disease (BRD) in Manila clam, Ruditapes philippinarum, on the west coast of Korea. Aquaculture 255: 610-613.
Plana, S. et M. Le Pennec. 1991. Altérations de la glande digestive et conséquences nutritionelles chez la palourde Ruditapes philippinarum, contaminée par une bacterie du genre Vibrio. (Alterations in the digestive diverticula and nutritional consequences in the clam Ruditapes philippinarum infected by Vibrio). Aquatic Living Resources 4: 255-264.
Plana, S., G. Sinquin, P. Maes, C. Paillard et M. Le Pennec. 1996. Variations in biochemical composition of juvenile Ruditapes philippinarum infected by a Vibrio sp. Diseases of Aquatic Organisms 24: 205-213.
Reid, H.I., H.L. Duncan, L.A. Laidler, D. Hunter et T.H. Birkbeck. 2003a. Isolation of Vibrio tapetis from cultivated Atlantic halibut Hippoglossus hippoglossus L.). Aquaculture 221: 65–74.
Reid, H.I., P. Soudant, C. Lambert, C. Paillard et T.H. Birkbeck. 2003b. Salinity effects on immune parameters of Ruditapes philippinarum challenged with Vibrio tapetis Diseases of Aquatic Organisms 56: 249-258.
Rodríguez, C., S. López-Romalde, R. Beaz, M.C. Alonso, D. Castro et J.L. Romalde. 2006. Molecular fingerprinting of Vibrio tapetis strains using three PCR-based methods: ERIC-PCR, REP-PCR and RAPD. Diseases of Aquatic Organisms 69: 175-183.
Romalde, J.L., D. Castro, B. Magariños, L. Lopez-Cortes et J.J. Borrego. 2002. Comparison of ribotyping, randomly amplified polymorphic DNA, and pulsed-field gel electrophoreses for molecular typing of Vibrio tapetis. Systematic and Applied Microbiology 25: 544-550.
Sainte Marie, J.F., F. Jean, S. Pouvreau, S. Kooijman et C. Paillard. 2008. Impact of brown ring disease on the energy budget of the Manila clam, Ruditapes philippinarum. Journal of Shellfish Research 27: 1029. (Résumé).
Thompson, F.L., D. Gevers, C.C. Thompson, P. Dawyndt, S. Naser, H. B., C.B. Munn et J. Swings. 2005. Phylogeny and molecular identification of vibrios on the basis of multilocus sequence analysis. Applied and Environmental Microbiology 71: 5107-5115.
Citation
Bower, S.M. (2010) : Précis des maladies infectieuses et des parasites des mollusques et des crustacés exploités commercialement : Maladie de l'anneau brun chez la palourde japonaise.
Date de la dernière révision : Avril 2010
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