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Labyrinthulochytrium haliotidis des ormeaux

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Catégorie 2 (au Canada et d'intérêt régional)

Noms courants et généralement admis de l'organisme ou de l'agent pathogène

Infection de la tête et du pied par Labyrinthulochytrium (=Apanochytrium, =Labyrinthuloides) haliotidis.

Nom scientifique ou affiliation taxonomique

Originellement classifié au genre Labyrinthuloides, L. haliotidis a été transféré au genre Aplanochytrium lorsque les deux genres ont été considérés comme synonymes (Leander et Porter 2000). Hassett et Gardinger (2018) ont abordé le problème de polyphylie dans les aplanochytrides en créant un nouveau genre Labyrinthulochytrium et ils ont inclus l'organisme anciennement appelé A. haliotidis dans ce genre. Selon GenBank (en mars 2020), la lignée complète de ce parasite est : Eukaryota; Stramenopiles; Labyrinthulomycetes; Thraustochytriaceae; Labyrinthulochytrium (TID de taxonomie : NCBI:txid38760).

Répartition géographique

Installation de mariculture d'ormeaux sur la côte ouest du Canada.

Espèces hôtes

Juvéniles des espèces Haliotis kamtschatkana et juvéniles des espèces Haliotis rufescens.

Impact sur l'hôte

Destruction des tissus de la tête et du pied suivie d'une mortalité pouvant atteindre 100 % des ormeaux juvéniles (longueur de coquille inférieure à 4 mm et âge inférieur à 6 mois) cultivés dans des bassins allongés. Ce parasite a contribué à l'abandon de la seule tentative d'élever l'ormeau à des fins commerciales en Colombie-Britannique, au Canada, au cours des années 1980. Les ormeaux dont la coquille mesurait plus de 5 mm ont affiché une résistante accrue à l'infection et à la mortalité. Les ormeaux dont la coquille mesurait environ 25 mm ne pouvaient pas être infectés, même lorsque L. haliotidis était inoculé directement dans le muscle du pied. De petites huîtres du Pacifique (Crassostrea gigas) et des pétoncles (Patinopecten yessoensis) intacts (dont les coquilles mesuraient entre 5 et 10 mm) étaient également résistants à cette infection. Cependant, quelques huîtres présentant des coquilles fortement fissurées ont été infectées, ce qui indique que l'organisme L. haliotidis est en mesure d'utiliser les tissus vivants de l'huître en tant que source de nutriments en vue de croître et de se multiplier lorsqu'il peut accéder aux tissus qui ne sont pas protégés par les cils. l'organisme Labyrinthulochytrium haliotidis pousse parfaitement sur un large éventail de milieux nutritifs aseptiques et peut également utiliser du pollen de pin en tant que source de nutriments aux fins de multiplication végétative.

Techniques de diagnostic

Observations générales

Gonflement du pied et de la tête de l'ormeau.

Préparations humides

Nombreux organismes protozoaires sphériques (d'environ 10 µm de diamètre) dans l'ensemble des tissus de la tête et du pied. Cependant, en raison des similitudes morphologiques de avec d'autres thraustochytrides, comme l'espèce Labyrinthulochytrium arktikum isolée d'échantillons d'eau de mer prélevés dans le milieu marin littoral à l'extérieur de Tromsø, en Norvège, qui était appâtée avec du pollen de Pinus sp. (pin) (Hassett et Gardinger 2018), l'identification de ce parasite en dehors de son hôte se limite à l'analyse moléculaire.

Figure 1. Préparation humide et non colorée de la région de la tête d'un petit ormeau juvénile non infecté (Haliotis kamtschatkana) illustrant l'œil (E) et la coquille (S).

Figure 2. Préparation humide et non colorée d'un petit ormeau juvénile infecté (Haliotis kamtschatkana) illustrant de nombreux parasitesLabyrinthulochytrium haliotidis (P) abrités et libérés par les tissus de la tête; sont également illustrés l'œil gonflé (E) et les morceaux éclatés de la coquille (S) de l'ormeau.

Figure 3. Labyrinthulochytrium haliotidis libérés à partir d'un ormeau infecté illustrant les granules sombres entraînant une réfraction de la lumière (PG) et un spécimen en cours de fission binaire (BF).

Histologie

Présence de nombreux individus de L. haliotidis dans la coupe transversale de la tête et du pied d'un petit ormeau.

Figure 4. Coupe histologique colorée à l'hématoxyline et à l'éosine d'un ormeau juvénile (Haliotis kamtschatkana) avec Labyrinthuloides haliotidis (flèches) dans le ganglion nerveux et les tissus voisins.

Essais immunologiques

Des épreuves de dépistage par immunofluorescence ont été réalisées et se sont avérées prometteuses pour faciliter la détection de ce parasite. Cependant, cette technique n'a pas été totalement testée en vue d'attester sa spécificité diagnostique.

Culture

Des parasites ont été cultivés en milieu minimum essentiel (MME) avec production de zoospores biflagellées au moment de transférer les individus cultivés au stade végétatif dans de l'eau de mer stérile.

Figure 5. Culture non colorée de Labyrinthuloides haliotidis vivants poussant sur une lame de verre dans un milieu minimum essentiel avec 10 % de sérum de veau fœtal. Remarquez les réseaux ectoplasmiques (EN) rayonnant des individus de la colonie.

Microscopie électronique

Labyrinthulochytrium haliotidis présente des organites propres aux thraustochytrides. Le stade végétatif, que ce soit dans l'ormeau hôte ou dans les cultures aseptiques, présente des sagénogénétosomes à la surface de la cellule à partir desquels part le réseau de la membrane ectoplasmique ainsi qu'une paroi membraneuse externe à partir de laquelle les écailles se détachent. Le réseau de la membrane ectoplasmique est utilisé par le parasite pour se procurer des nutriments éloignés et pour se mouvoir. Lorsque l'individu de L. haliotidis au stade végétatif a été transféré dans l'eau de mer, il s'est transformé en zoosporoblaste au sein duquel environ 12 zoospores se sont développées. Au sein du zoosporoblaste, chaque zoospore était enfermée dans une membrane, et la paroi du zoosporoblaste était composée d'écailles. Les zoospores sont devenues actives et ont brisé le zoosporoblaste dans les 24 à 72 heures qui ont suivi le transfert des cellules au stade végétatif du milieu nutritif à l'eau de mer à une température de 10 °C. Chaque zoospore présentait des écailles qui se détachaient de la paroi membraneuse externe et deux flagelles fixés latéralement. Le flagelle antérieur était orné d'une série de fibres fines appelées mastigonèmes tandis que le flagelle postérieur, plus court, était glabre et présentait une extrémité effilée. La zoospore a nagé activement pendant environ 24 heures avant de perdre son flagelle. La cellule restante est restée viable pendant au moins deux ans dans de l'eau de mer stérile à une température de 4° C.

Figure 6. Micrographie électronique à transmission d'un spécimen de Labyrinthuloides haliotidis au sein du tissu musculaire d'un ormeau juvénile (Haliotis kamtschatkana) illustrant le réseau ectoplasmique (EN) provenant du sagénogénétosome, les écailles (SC) se détachant de la paroi membraneuse externe, le noyau (N), la mitochondrie (M) et l'appareil de Golgi (GD). Coloration à l'acétate d'uranyle et au citrate de plomb.

Figure 7. Micrographie électronique à transmission d'un individu de Labyrinthuloides haliotidis dans un milieu de culture liquide illustrant le sagénogénétosome (SA) à la périphérie d'une cellule produisant activement un réseau ectoplasmique (EN), qui se compose d'une membrane unitaire sans signe d'organites cellulaires à l'intérieur. Les mitochondries (M) à crêtes tubulaires apparaissent clairement à côté du sagénogénétosome. Coloration à l'acétate d'uranyle et au citrate de plomb.

Figure 8. Micrographie électronique à transmission d'un zoosporoblaste de Labyrinthuloides haliotidis cultivé dans de l'eau de mer et contenant des zoospores bien développées, comme l'indique la présence de flagelles (F). Chaque zoospore est entourée étroitement par sa propre couverture membraneuse (MC). Coloration à l'acétate d'uranyle et au citrate de plomb.

Figure 9. Micrographie électronique à transmission du bord d'un zoosporoblaste de Labyrinthuloides haliotidis illustrant la nature écailleuse de la paroi externe (SC) ainsi que les mastigonèmes (M) qui s'étendent d'environ un tiers de la surface transversale du flagelle antérieur (F) d'une zoospore développée au sein du zoosporoblaste. Coloration à l'acétate d'uranyle et au citrate de plomb.

Figure 10. Micrographie électronique à transmission d'une zoospore de Labyrinthuloides haliotidis dans de l'eau de mer illustrant le corpuscule basal (K), la plaque terminale complexe – le disque basal (BD), la mitochondrie en forme de fer à cheval (M) autour du noyau, et les écailles (SC) qui se détachent de la paroi membraneuse externe. Coloration à l'acétate d'uranyle et au citrate de plomb.

Figure 11. Micrographie électronique à balayage d'une zoospore de Labyrinthuloides haliotidis dans l'eau de mer. Remarquez le site de fixation sous-apical des deux flagelles, la texture grossière du flagelle antérieur, le plus long, où des débris se sont attachés aux mastigonèmes, et l'extrémité effilée du flagelle postérieur, le plus court.

Caractéristiques moléculaires

Leipe et al. (1996) ont soumis à GenBank une séquence de 1 846 paires de bases de l'ARN ribosomique 18S qu'ils ont qualifié d'ADNr s'apparentant à l'ADNr 16S de Labyrinthulochytrium haliotidis (numéro d'accès U21338, version U21338.1). Par la suite, Leander et Porter (2001) ont signalé que la séquence de L. haliotidis soumise à GenBank « [Traduction] était séquencée à partir d'une matière non viable (communications personnelles de L. Goggin) et qu'il pourrait être nécessaire de l'isoler et de le séquencer une nouvelle fois pour vérifier toute position phylogénétique. Il est probable que la séquence soit en réalité celle d'un contaminant thraustochytride. Puisque cet organisme est un parasite de l'ormeau en mariculture et qu'il n'y a actuellement aucune foyer de maladie connue, L. haliotidis n'est pas disponible aux fins d'autres études » (Leander et Porter 2001). Cependant, Hassett et Gardinger (2018) ont décrit un autre thraustochtyride avec une région codante de la petite sous-unité ribosomique qui avait l'affinité moléculaire la plus proche de L. haliotidis avec le numéro d'accès dans GenBank U21338.1 soumis par Leipe et al. (1996). Pour résoudre le problème de polyphylie rencontré par Leander et Porter (2001) et d'autres enquêteurs, Hassett et Gardinger (2018) ont créé un nouveau genre (Labyrinthulochytrium) pour leur nouvelle espèce et L. haliotidis. Une séquence partielle (216 paires de bases) du gène de l'ARN ribosomique 18S (petite sous-unité) de L. haliotidis est également disponible dans GenBank, (numéro d'accès J842400.1).

Méthodes de contrôle

Les ormeaux provenant des zones où la maladie s'est déclarée ne doivent pas être importés dans des zones où L. haliotidis n'a jamais été signalé. Ce parasite résiste à de nombreux désinfectants, mais peut être détruit par exposition pendant 20 minutes à une solution de 25 mg de chlore par litre d'eau de mer. Le traitement de l'eau de mer avec au moins 0,97 mg d'ozone par litre pendant 25 minutes peut détruire bon nombre des zoospores (mais pas toutes). Cependant, les autorités pertinentes doivent être consultées en ce qui concerne les méthodes de prévention ou de contrôle.

Références

Information de citation

Bower, S.M. (2019): Synopsis of Infectious Diseases and Parasites of Commercially Exploited Shellfish: Labyrinthulochytrium haliotidis of Abalone.

Date de la dernière révision : Mars 2019

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