Maladie à baculovirus monodon (MBV) des crevettes penaeides
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Catégorie
Catégorie 3 (pas d'hôte au Canada)
Noms courants et généralement admis de l'organisme ou de l'agent pathogène
Baculovirus de Penaeus monodon.
Nom scientifique ou affiliation taxonomique
PmSNPVA (pour virus de la polyédrose nucléaire à enveloppe simple de type-A chez P. monodon), un baculovirus occlus qui contient un ADN à double brin comme type d'acide nucléique. Le baculovirus plebejus détecté chez P. plejebus et P. monodond'élevage et chez P. merguiensissauvage en Australie est une souche géographique du baculovirus de type-Penaeus monodon.
Répartition géographique
Très présent chez la crevette d'élevage dans les pays suivants : République populaire de Chine, Taïwan, Indonésie, Philippines, Malaisie, Thaïlande, Sri Lanka, Singapour, Australie, Inde, Israël, Koweït, Oman, Italie, Kenya, Gambie et Afrique du Sud. Il a été introduit dans les pays suivants : Tahiti, Hawaï, Brésil, Équateur, Mexique, Porto Rico et dans plusieurs états du sud-est des États-Unis.
Espèces hôtes
Penaeus monodon, Penaeus merguiensis, Penaeus semisulcatus, Penaeus kerathurus, Penaeus vannamei, Penaeus esculentus, Penaeus penicillatus, Penaeus plebejus, Metapenaeus ensis.
Impact sur les hôtes
Léthargie, anorexie, assombrissement et fortes salissures en surface. Une infection aiguë par baculovirus de type-Penaeus monodon entraîne la perte du tubule de l'hépatopancréas et de l'épithélium de l'intestin moyen et, par conséquent, le dysfonctionnement de ces organes, souvent suivi par des infections bactériennes secondaires. Un fort taux de mortalité (plus de 90 %) chez les crevettes juvéniles et postlarvaires est imputable à ce baculovirus dans de nombreuses installations d'élevage. Il a causé de lourdes pertes (70 % chez les P. monodonà tous les stades de vie aux Philippines et 90 % chez les P. monodon postlarvaires à Madras, Inde), et on le considère en partie comme responsable de l'effondrement de l'industrie de l'élevage des crevettes à Taïwan, à la fin des années 1980. En règle générale, les P. monodon juvéniles et adultes sont plus résistantes au baculovirus de type-Penaeus monodon que les larves de crevettes. Même si les bonnes pratiques d'élevage peuvent améliorer la survie des stocks infectés par le baculovirus de type-Penaeus monodon, la croissance, la valeur de la récolte et le rendement peuvent être fortement réduits. De plus, le baculovirus peut prédisposer les crevettes infectées aux infections par d'autres pathogènes, avec des taux correspondants plus élevés de mortalité.
Techniques de diagnostic
Observations générales
l'infection par baculovirus de type-Penaeus monodon peut s'accompagner d'une baisse des taux d'alimentation et de croissance ainsi que d'une augmentation des salissures en surface et sur les branchies par de nombreux organismes épibiotiques et épicommensaux. Les larves et les postlarves gravement atteintes peuvent présenter une ligne blanche au niveau de l'intestin moyen à travers l'abdomen.
Préparations pour la technique d'écrasement
Corps d'occlusion intranucléaires simples ou multiples généralement sphériques (il s'agit d'un corps d'inclusion spécialisé, qui se colore plus intensément dans une solution aqueuse de vert malachite à 0,1 % que dans les granules de sécrétion et les gouttelettes lipidiques), dont la taille du diamètre varie de moins de 0,1 µm à presque 20 µm dans les cellules épithéliales de l'hépatopancréas et de l'intestin moyen. Des corps d'occlusion peuvent également être présents dans les fèces fraîches examinées à l'aide de microscopes à champ clair ou à contraste de phase. Le microscope à fluorescence est un autre outil de diagnostic rapide et précis permettant l'identification des occlusions formées par baculovirus dans des tissus écrasés colorés avec une solution aqueuse de phloxine à 0,001 % (Thurman et al.1990). Par ailleurs, les occlusions formées par le baculovirus de type-Penaeus monodon sont colorées de manière plus intense avec une solution de vert malachite à 0,05 % que les noyaux des cellules hôtes normales de taille semblable, les nucléoles, les granules de sécrétion ou les phagolysosomes et les gouttelettes lipidiques.
Histologie
Les corps d'occlusion du baculovirus de type-Penaeus monodon apparaissent comme des corps ronds multiples fortement éosinophiles (coloration à l'hématoxyline et à l'éosine) dans les noyaux hypertrophiés des tubules de l'hépatopancréas ou les cellules épithéliales de l'intestin moyen. Dans les infections légères, avant que ne se forment les corps d'occlusion, les cellules infectées sont dotées de noyaux hypertrophiés avec une chromatine nucléaire amoindrie et des nucléoles déplacés latéralement, qui confèrent au noyau un aspect de bague à chaton. Bien que non particulière aux corps d'occlusion formés par baculovirus, la coloration histologique Gram de Brown et Brenn (Luna 1968) tend à colorer plus intensément les occlusions (soit en rouge, soit en violet, selon l'épaisseur de la coupe, le temps de décoloration, etc.) que les tissus aux alentours, facilitant ainsi la mise en évidence de leur présence dans les infections mineures. Le microscope à fluorescence est un autre outil de diagnostic permettant l'identification des occlusions formées par baculovirus dans des coupes histologiques colorées avec une solution de phloxine à 0,005 % comme composante de la partie éosinique d'une coloration normale à l'hématoxyline et à l'éosine (Thurmanet al. 1990).
Microscopie électronique
Les virions libres dans les noyaux et au sein des corps d'occlusion mesurent environ 74 sur 270 nm. Les virions provenant des P. monodon d'élevage à Madras, en Inde, étaient de forme allongée (83 x 299 ± 0.02 nm), non occlus ou occlus et enveloppés dans un corps d'occlusion paracristallin. La nucléocapside de la souche du baculovirus de P. monodon de la zone Indo-Pacifique mesure 42 ± 3 nm sur 246 ± 15 nm , alors que la taille du virion enveloppé correspond à 75 ± 4 nm sur 324 ± 33 nm. La nucléocapside de la souche du baculovirus de P. plebejus, P. monodon et P. merguiensis d'Australie mesure de 45-52 nm sur 260-300 nm , alors que la taille du virion enveloppé correspond à 60 nm sur 420 nm au plus.
Sondes à ADN
Le Dr S. N. Chen (Université nationale de Taïwan, Taipei, Taïwan) et Vickers et al. . 1992. élaborent une trousse basée sur la sonde à ADN d'hybridation sur tache pour une détection rapide sur place du baculovirus de type-Penaeus monodon. Les sondes à ADN marquées à la digoxigénine constituent une méthode très sensible pour détecter le baculovirus de type-Penaeus monodon dans des coupes de tissus fixées grâce à l'hybridation in situ . Ces sondes sont commercialisées par DiagXotics Inc. (27 Cannon Rd., Wilton, CT 06897, États-Unis).
Méthodes de contrôle
Aucun traitement connu. Les épizooties du baculovirus de type-Penaeus monodon sont essentiellement des problèmes de gestion d'écloserie ou de bassin et ne sont pas limitées à certains lieux ni à certaines saisons. Bien que le stress accentue la maladie, elle semble bien tolérée chez les P. monodonélevées dans des conditions optimales. l'incidence du baculovirus de type-Penaeus monodon dans les écloseries peut être réduite de manière considérable en évitant la contamination des œufs et des nauplius avec les fèces des reproducteurs, en utilisant de l'eau de mer propre pour rincer (pendant 3 heures, à raison de 500 litres par heure dans des bassins en fibre de verre de 500 litres) les œufs et les nauplius avant de les transférer dans les bassins d'élevage et en ayant recours à des reproducteurs non infectés par le baculovirus.
Références
Brock, J.A. et D.V. Lightner. 1990. Diseases of Crustacea. Diseases caused by microorganisms. In: O. Kinne (ed.). Diseases of Marine Animals. Volume III: Introduction, Cephalopoda, Annelida, Crustacea, Chaetognatha, Echinodermata, Urochordata. Biologische Anstalt Helgoland, Hamburg, p. 254-258.
Chen, S.N., P.S. Chang et G.H. Kou. 1992. Infection route and eradication of Penaeus monodon baculovirus (MBV) in larval giant tiger prawns, Penaeus monodon. In: W. Fulks and K.L. Main (eds.). Diseases of Cultured Penaeid Shrimp in Asia and the United States. The Oceanic Institute, Honolulu, p. 177-184.
Doubrovsky, A., J.L. Paynter, S.K. Sambhi, J.G. Atherton et R.G. Lester. 1988. Observations on the ultrastructure of baculovirus in Australian Penaeus monodon and Penaeus merguiensis. Australian Journal of Marine and Freshwater Research 39: 743-749.
Fegan, D.F., T.W. Flegel, S. Sriurairatana et M. Waiyakruttha. 1991. The occurrence, development and histopathology of monodon baculovirus in Penaeus monodon in southern Thailand. Aquaculture 96: 205-217.
Flegel, T.W., D.F. Fegan, S. Kongsom, S. Vuthikomudomkit, S. Sriurairatana, S. Boonyaratpalin, C. Chantanachookhin, J.E. Vickers et O.D. Macdonald. 1992. Occurrence, diagnosis and treatment of shrimp diseases in Thailand. In: W. Fulks and K.L. Main (eds.). Diseases of Cultured Penaeid Shrimp in Asia and the United States. The Oceanic Institute, Honolulu, p. 57-112.
Lightner, D.V. 1988. MB virus disease of penaeid shrimp. In: C.J. Sindermann and D.V. Lightner (eds.). Disease Diagnosis and Control in North American Marine Aquaculture. Developments in Aquaculture and Fisheries Science 17. Elsevier, Amsterdam, p. 22-25.
Lightner, D.V. (ed.). 1996. A Handbook of Shrimp Pathology and Diagnostic Procedures for Disease of Cultured Penaeid Shrimp. World Aquaculture Society, Baton Rouge.
Lightner, D.V. et R.M. Redman. 1981. A baculovirus-caused disease of the penaeid shrimp, Penaeus monodon. Journal of Invertebrate Pathology 38: 299-302.
Lightner, D.V. et R.M. Redman. 1992. Penaeid virus diseases of the shrimp culture industry of the Americas. In: A.W. Fast and L.J. Lester (eds.). Marine Shrimp Culture: Principles and Practices. Developments in Aquaculture and Fisheries Science 23. Elsevier, Amsterdam, p. 569-588.
Lightner, D.V., R.M. Redman et T.A. Bell. 1983. Observations on the geographic distribution, pathogenesis and morphology of the baculovirus from Penaeus monodon Fabricius. Aquaculture 32: 209-233.
Lightner, D.V., R.M. Redman, R.R. Williams, L.L. Mohney, J.M.P. Clerx, T.A. Bell et J.A. Brock. 1985. Recent advances in penaeid virus disease investigations. Journal of the World Mariculture Society 16: 267-274.
Luna, L.G. (ed.). 1968. Manual of Histologic Staining Methods of the Armed Forces Institute of Pathology. McGraw-Hill Book Company, New York.
Natividad, J.M. et D.V. Lightner. 1992. Prevalence and geographic distribution of MBV and other diseases in cultured giant tiger prawns (Penaeus monodon) in the Philippines. In: W. Fulks and K.L. Main (eds.). Diseases of Cultured Penaeid Shrimp in Asia and the United States. The Oceanic Institute, Honolulu, p. 139-160.
Paynter, J.L., J.E. Vickers et R.J.G. Lester. 1992. Experimental transmission of Penaeus monodon-type baculovirus (MBV). In: M. Shariff, R.P. Subasinghe and J.R. Arthur (eds.). Diseases in Asian Aquaculture. I. Fish Health Section, Asian Fisheries Society. Manila, Philippines, p. 97-110.
Ramasamy, P., G.P. Brennan et R. Jayakumar. 1995. A record and prevalence of monodon baculovirus from post larval Penaeus monodon in Madras, India. Aquaculture 130: 129-135.
Thurman, R.B., T.A. Bell, D.V. Lightner et S. Hazanow. 1990. Unique physicochemical properties of the occluded penaeid shrimp baculoviruses and their use in diagnosis of infections. Journal of Aquatic Animal Health 2: 128-131.
Vickers, J.E., R.J.G. Lester, P.B. Spradbrow et J.M. Pemberton. 1992. Detection of Penaeus monodon-type baculovirus (MBV) in digestive glands of postlarval prawns using polymerase chain reaction. In: M. Shariff, R.P. Subasinghe and J.R. Arthur (eds.). Diseases in Asian Aquaculture. I. Fish Health Section, Asian Fisheries Society. Manila, Philippines, p. 127-133.
Citation
Bower, S.M. (1996): Précis des maladies infectieuses et des parasites des mollusques et des crustacés exploités commercialement: Maladie à baculovirus monodon (MBV) des crevettes penaeides.
Date de la dernière révision : Automne 1996
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