Perkinsus sp. des huître européenne
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Catégorie 1 (non observée au Canada)
Nom courants et généralement admis de l'organisme ou de l'agent pathogène
Perkinsus des huîtres européennes.
Nom scientifique ou classification taxonomique
Perkinsus mediterraneus. Des analyses phylogénétiques ont révélé que ce parasite était très étroitement apparenté, mais constituait une clade bien distincte de Perkinsus olseni (=atlanticus), c.-à-d. le groupe présent sur les palourdes de la même zone.
Répartition géographique
Côtes méditerranéennes d'Espagne (y compris les îles Baléares) et de France. Si le parasite de type Perkinsus observé par Alderman et Gras (1969) était de type P. mediterraneus, alors la répartition toucherait aussi les côtes portugaises et les côtes atlantiques nord (Cancale) de la France.
Espéces hôtes
Ostrea edulis et probablement Crassostrea angulata. Détecté aussi chez les myes Venus verrucosa de Menorca (îles Baléares, Espagne) et parfois dans des infections combinées avec P. olseni (Cao et al. 2008).
Impact sur l'hôte
Un parasite de type Perkinsus a été observé pour la première fois sur des huîtres portugaises (C. angulata) examinées après des mortalités élevées attribuées à des « maladies des branchies », et aussi dans un O. edulis de Cancale, en France (Alderman et Gras 1969 – Note : dans cette publication, le parasite a été identifié comme un parasite de type Labyrinthomyxa, nom scientifique attribué à ce groupe de parasites à l'époque). l'infection invoquait une infiltration hémocytaire des tissus conjonctifs à proximité du parasite, et des trophozoïtes ont été fréquemment observés dans le cytoplasme des hémocytes. l'infection semble être saisonnière avec une prévalence de pointe (jusqu'à 70 % des huîtres infectées) à la fin de l'été et en automne. Par conséquent, les mortalités connexes n'ont pas été déclarées (Casas et al. 2004).
Techniques de diagnostic
Histologie
Des trophozoïtes (cellules sphériques, 7,9 ± 0,34 µm de diamètre), contenant chacun une grande vacuole contenant un vacuoplaste et qui déplacent le noyau à la périphérie de la cellule donnant une apparence de « structure en bague à chaton », se trouvaient dans les tissus conjonctifs de divers organismes (masse viscérale, branchies, palpes labiaux, lobes du manteau). Les trophozoïtes étaient recouverts de bandes d'une structure rassemblant à une paroi. Les tomontes (= stades multicellulaires) contiennent des cellules filles disposées sous la forme d'un épi à l'intérieur de la structure de la cellule mère ressemblant à une paroi. La morphologie des trophozoïtes n'a pas de valeur taxonomique, car elle peut être influencée par l'hôte, le moment de l'année et la disponibilité de nutriments (Villalba et al. 2004).
Microscope électronique
Le prézoosporange a une paroi épaisse avec des structures extérieures qui ressemblent à un glycocalyx. l'ultrastructure de la zoospore est une caractéristique marquée de toutes les espèces de Perkinsus. Dans les cas de P. mediterraneus, le noyau est placé sur la partie postérieure de la zoospore, et les flagelles et la bande apicale se retrouvent sur la partie antérieure. Les vésicules, les toxicystes et les rhoptries associés au ruban s'étendent des zones antérieures aux zones postérieures de la zoospore. Des alvéoles corticales se trouvent sur la partie antérieure de la surface de la cellule.
Sondes à ADN
Une sonde d'ADN spécifique du genre Perkinsus efficace pour déterminer d'autres espèces de Perkinsus grâce à une hybridation in situ a également permis d'hybrider ce parasite chez l'espèce O. edulis. Les analyses de parcimonie des séquences d'ADN du gène ARN ribosomique de la petite sous-unité et de la région de l'espaceur transcrit interne (ITS) de l'unité du gène ribosomique ont confirmé que ce parasite était différent de toute autre séquence ITS de Perkinsus publiée précédemment, et que P. mediterraneus formait un groupe monophylétique comprenant une autre clade bien distincte du groupe de P. olseni (=atlanticus). Abollo et al. (2006) ont mis au point une technique de réaction en chaîne de la polymérase – dosage de polymorphisme de longueur des fragments de restriction (RFLP-PCR) propre à l'espèce pour la région ITS de l'ARNr utilisant une combinaison de deux endonucléases (Rsa I plus Hinf I) pour distinguer P. olseni de P. mediterraneus. Plus récemment, Casas et al. (2008) ont déclaré qu'une analyse phylogénétique menée sur trois ensembles de données différents révélait que la maladie P. mediterraneus était étroitement liée, sur le plan génétique, à Perkinsus honshuensis.
Culture
Après incubation dans un milieu liquide au thioglycollate (milieu FTM) préparé selon les prescriptions de Ray (1966) pendant une (1) semaine, et suivi d'une coloration à la solution iodée de Lugol, les prézoosporanges bleu-noir ont atteint 97,4 ± 1,99 µm de diamètre et leur taille a pratiquement doublé (167,1 ± 8,09 µm de diamètre) en cas d'incubation dans un milieu pendant deux (2) semaines. Bien que ce ne soit pas à proprement parler un bouillon de culture, cette procédure est utilisée dans le diagnostic de nombreuses espèces de Perkinsus, mais elle peut aussi détecter d'autres organismes (Villalba et al. 2004). On a observé une zoosporulation chez les prezoosporanges transférés du milieu FTM vers de l'eau de mer stérile filtrée (0,22 µm) contenant des antibiotiques. Le tube de relargage correspondait à un sixième du diamètre du zoosporange, soit le plus faible rapport observé chez une quelconque espèce de Perkinsus. Des zoospores biflagellées (de forme ellipsoïde à ovoïde, de 4,4 ± 0,18 µm de longueur) ont été libérées par le tube de relargage de 5 à 6 jours après le transfert des prezoosporanges vers l'eau de mer et leur incubation à 22 °C dans le noir.
Casas et al. (2008) ont décrit une procédure concernant la culture continue in vitro de P. mediterraneus dans un milieu qui ne contient aucune protéine. Bien que la viabilité du parasite soit élevée (plus de 90 %) in vitro, le taux de prolifération était faible et les densités augmentaient de 2 à 6 ordres de grandeur entre les sous-cultures à des intervalles de 6 semaines.
Méthodes de contrôle
On ne connaît aucune méthode de prévention ou de contrôle.
Références
Abollo, E., S.M. Casas, G. Ceschia et A. Villalba. 2006. Differential diagnosis of Perkinsus species by polymerase chain reaction-restriction fragment length polymorphism assay. Molecular and Cellular Probes 20: 323-329.
Alderman, D.J. et P. Gras. 1969. "Gill Disease" of Portuguese oysters. Nature 224: 616-617.
Apakupakul, K., A. Villalba, S. Casas et K.S. Reese. 2001. Molecular analysis of a Perkinsus species in the European flat oyster Ostrea edulis. Journal of Shellfish Research 20: 537-538. (Résumé).
Cao, A., E. Abollo, B.G. Pardo, P. Martinez et A. Villalba. 2008. Identification of the Perkinsus spp. occurring in the Spanish coast and evaluation of their intraspecific variability. Journal of Shellfish Research 27: 994. (Résumé).
Casas, S.M., A. Grau, K.S. Reece, K. Apakupakul, C. Azevado et A. Villalba. 2004. Perkinsus mediterraneus n. sp., a protistan parasite of the European flat oyster Ostrea edulis from the Balearic Islands, Mediterranean Sea. Diseases of Aquatic Organisms 58: 231-244.
Casas, S.M., K.S. Reece, Y. Li, J.A. Moss, A. Villalba et J.F. La Peyer. 2008. Continuous culture of Perkinsus mediterraneus, a parasite of the European flat oyster Ostrea edulis, and characterization of its morphology, propagation, and extracellular proteins in vitro. Journal of Eukaryotic Microbiology 55: 34-43.
Ray, S.M. 1966. A review of the culture method for detecting Dermocystidium marinum, with suggested modifications and precautions. Proceedings of the National Shellfisheries Association 54: 55-69.
Villalba, A., K.S. Reece, M.C. Ordás, S.M. Casas et A. Figueras. 2004. Perkinsosis in molluscs: A review. Aquatic Living Resources 17: 411-432.
Citation
Bower, S.M. (2014) : Sommaire des maladies infectieuses et des parasites des mollusques et crustacés exploités commercialement : Perkinsus des huîtres européennes.
Date de la dernière révision : Novembre 2010
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