Saprolegnia spp. (maladie fongique) des écrevisses
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Noms courants et généralement admis de l'organisme ou de l'agent pathogène
Maladie fongique, Saprolegniasis, Maladie fongique de la carapace, Maladie de l'abdomen marron chez Astacus leptodactylus associée à un Fusarium solani, « Maladie des branchies noires » chez Austropotamobius pallipes provoquée par Fusarium tabacinum, Maladie des brûlures mouchetées, MAIS à l'exclusion du champignon de la peste des écrevisses.
Nom scientifique ou affiliation taxonomique
De nombreuses espèces de champignons (les eumycètes) morphologiquement semblables aux oomycètes (généralement appelés champignons aquatiques, mais qui sont plus proches des algues brunes et des diatomées que des vrais champignons eumycètes). Les eumycètes comprennent Fusarium solani, Fusarium oxysporum, Fusarium tabacinum, Fusarium roseum var. culmorum, Trichosporon beigelii, et des champignons trichomycètes, et les oomycètes comprennent Achlya sp., Saprolegnia spp., Saprolegnia parasitica (un pathogène pour les poissons, en particulier les salmonidés, et infectieux pour les écrevisses), Aphanomyces frigidophilus et Aphanomyces laevis, MAIS à l'exclusion d'Aphanomyces astaci. Royo et al. (2004) ont proposé le nom d'Aphanomyces repetans pour les isolats qui, comme A. astaci, avaient une émergence de zoospores répétée et ne se reproduisaient pas sexuellement. Cependant, les isolats d'A. repetans étaient significativement différents d'A. astaci sur trois points caractéristiques : 1) l'A. repetans n'était pas capable de tuer les écrevisses exposées (l'écrevisse australienne Cherax destructor et l'écrevisse noble d'Europe Astacus astacus) après une infection expérimentale normalisée, 2) il présentait une amplification aléatoire de l'ADN polymorphe par réaction en chaîne de la polymérase (RAPD - PCR) et des séquences de la région de l'espaceur transcrit interne (ITS) différentes des souches de référence d'A. astaci, et 3) il ne montrait pas d'activité de la chitinase de manière constitutive durant la croissance ou la sporulation (Royo et al. 2004).
Répartition géographique
Probablement omniprésent, mais certaines espèces peuvent avoir une répartition limitée.
Espèces hôtes
Probablement pas d'hôte spécifique. Fusarium spp. est très répandu et se trouve souvent dans le sol et sur les plantes. Chez les écrevisses, il a été signalé comme étant infectieux pour Astacus leptodactylus, Austropotamobius pallipes, Pacifastacus leniusculus et Procambarus simulans simulans (Chinain et Vey 1988c, Alderman et Polglase 1985, Edgerton et al. 2002). Trichosporon beigelii a été trouvé sur la cuticule d'Astacus astacus ayant subi un stress pendant une certaine période pour une expérience destinée à tester l'efficacité du MgCl2 pour empêcher la transmission d'A. astaci entre les écrevisses (Söderhäll et al. 1993). Les champignons trichomycètes, se trouvant généralement dans les intestins et parfois dans la cuticule de diverses écrevisses d'eau douce, sont considérés comme étant non pathogènes (Edgerton et al. 2002). Achlya sp. a été observé sur la cuticule souple d'A. astacus (Vey 1986), sur les lamelles branchiales de Cambarus affinis et chez A. leptodactylus d'Europe (Edgerton et al. 2002), et infecte les lamelles branchiales de Cherax quadricarinatus moribond du Queensland, en Australie (Herbert 1987). Saprolegnia parasitica a été isolé sur des A. leptodactylus en Turquie (Söderhäll et al. 1991) et s'est avéré infectieux et mortel pour A. astacus, P. leniusculus et Procambarus clarkii exposés expérimentalement (Diéguez-Uribeondo et al. 1994). Il a été démontré qu'Aphanomyces laevis infecte des blessures chez P. clarkii. Aphanomyces repetans a été isolé chez des écrevisses (P. leniusculus et P. clarkii) en Espagne et en Italie, expérimentalement infectieuses pour Cherax destructor et A. astacus (Royo et al. 2004) et a été détecté plus tard, en Italie, chez A. pallipes (Cammà et al. 2010).
Impact sur l'hôte
De nombreuses espèces de champignons, y compris Fusarium spp. et Saprolegnia spp., sont des saprophytes opportunistes qui envahissent l'hôte par des tissus morts ou endommagés (c.-à-d. des écrevisses blessées ou stressées par la mauvaise qualité de l'eau), mais certaines espèces peuvent également être pathogènes au sens strict. Saprolegnia parasitica (pathogènes des poissons) et Trichosporon beigelii (pathogènes des mammifères) sont respectivement des oomycètes et des champignons saprophytes ayant provoqué des lésions chez des écrevisses d'eau douce. Cependant, les écrevisses peuvent agir comme vecteurs de transmission des oomycètes et des champignons aux espèces susceptibles (Söderhäll et al. 1993, Diéguez-Uribeondo et al. 1994). Habituellement, l'organisme envahisseur déclenche une forte réaction de défense cellulaire apparaissant sous forme de tache sombre (mélanisation, tout particulièrement autour des hyphes). l'infection peut devenir systémique et mortelle. En général, le taux de mortalité varie en fonction de l'espèce d'écrevisse, de champignon, et de la présence ou non de blessures au moment de l'infection. Une infection bactérienne secondaire peut également contribuer à la mort de l'écrevisse (Vey 1986). La mortalité en conditions expérimentales a atteint 100 % (Maestracci et Vey 1988). La mort a été attribuée aux troubles physiologiques résultant de l'interférence avec la mue, à la production d'exotoxine par le champignon ainsi qu'aux troubles de la pression osmotique et à la concentration d'ions sodium et chlorure dans l'hémolymphe (Maestracci et Vey 1988, Chinain et Vey 1988c, Edgerton et al. 2002). Les exotoxines produites par F. solani se sont montrées responsables de certaines pathologies associées à l'infection (Chinain et Vey 1988b). Chinain et Vey (1988a) ont découvert des différences significatives dans la pathogénicité parmi les souches de F. solani ayant entraîné une maladie chez les écrevisses d'eau douce.
Vingt pour cent des écrevisses saines (non blessées) sont mortes après des essais expérimentaux avec des zoospores de S. parasitica, et aucune différence significative n'a été démontrée en termes de sensibilité entre trois espèces d'écrevisses (A. astacus, P. leniusculus et P. clarkii) testées (Diéguez-Uribeondo et al. 1994). Divers champignons omniprésents peuvent jouer un rôle dans le contrôle des populations d'écrevisses. Le champignon infecte également les œufs morts et se déplace vers des œufs vivants (Herbert 1987). Les femelles actives peuvent extraire les œufs morts.
Techniques de diagnostic
Observations générales
Masse fongique autour d'une blessure ou sur des œufs. Des points mélanisés peuvent indiquer les sites focaux de l'infection chez certaines écrevisses.
Préparations humides
Confirmer la présence d'hyphes par un examen au microscope. Les lésions de la carapace peuvent également être colonisées par des bactéries (Geasa 2003).
Histologie
De l'érosion cuticulaire à l'ulcération grave accompagnée de la dégénérescence de l'épicuticule et de l'endocuticule, de mélanisation et de l'infiltration d'hémocytes dans l'épithélium sous la lésion cuticulaire. Des hyphes fongiques atteignant l'hémocèle provoquent une forte réaction hémocytique entraînant la formation de grands granulomes avec des dépôts mélaniques formés sur des espaces de contact des hémocytes avec la paroi des hyphes.
Culture
Chinain et Vey (1988c) ont utilisé la désinfection de la surface de tissu infecté avec des solutions d'hypochlorite de sodium et antibiotique, suivie par l'incubation sur un extrait de malt gélosé à 25 °C pour isoler F. solani. Les colonies de F. solani étaient initialement d'un aspect blanc cotonneux, pour ensuite développer une pigmentation rose-violet. Alderman et Polglase (1985) ont utilisé la gélose RGY avec du sulfate de streptomycine et de pénicilline G incubé à 16 °C pour isoler F. tabacinum. d'autres espèces de champignons et oomycètes peuvent être cultivés avec les mêmes méthodes, comme A. astaci (Cerenius et al. 1988, Söderhäll et al. 1991).
Sondes à ADN
Royo et al. (2004) ont utilisé les séquences de produits d'une amplification aléatoire de l'ADN polymorphe par réaction en chaîne de la polymérase (RAPD-PCR) et la région de l'espaceur transcrit interne (ITS) comparées à celles des souches de référence d'A. astaci comme support partiel pour proposer une nouvelle espèce d'Aphanomyces repetans. De même, Ballesteros et al. (2006) ont utilisé la séquence des régions ITS de l'ADN ribosomique nucléaire (ITS1+5.8S+ITS2) pour identifier A. frigidophilus (initialement décrit sur des œufs d'omble japonais, Salvelinus leucomaenis) en tant que parasite chez l'écrevisse d'Europe. La procédure de diagnostic par réaction en chaîne de la polymérase (PCR) conçue pour amplifier l'ADN de la région de l'ITS d'A. astaci (Oidtmann et al. 2004) a permis de détecter d'autres espèces d'Aphanomyces (A. frigidophilus et A. repetans) et de Saprolegnia parasitica chez des écrevisses infectées et des isolats de culture purs de S. parasitica et de Saprolegnia australis (Ballesteros et al. 2007). Étant donné que certains isolats d'Aphanomyces provenant d'Austropotamobius pallipes associés à l'épidémie de la peste des écrevisses en Italie ont entraîné des résultats négatifs aux tests PCR spécifiques pour A. astaci, Cammà et al. (2010) ont utilisé des amorces universelles pour l'amplification des ITS1 et ITS2 dans les gènes d'ARN ribosomique fongique et ont détecté A. repetans par séquençage du produit de l'ADN.
Méthodes de contrôle
L'infection provient probablement de la mauvaise qualité de l'eau et d'un mauvais élevage. On n'a pas confirmé de traitement thérapeutique, mais des infestations superficielles peuvent répondre à des bains en solution saline. Lilley et Inglis (1997) ont indiqué que le peroxyde d'hydrogène et la Proxitane 0510 (contenant 5 % d'acide peracétique dans du peroxyde d'hydrogène) ont des propriétés respectivement pour le traitement fongicide et la désinfection.
Références
Alderman, D.J. et J.L. Polglase. 1985. Fusarium tabacinum (Beyma) Gams, as a gill parasite in the crayfish, Austropotamobius pallipes Lereboullet. Journal of Fish Diseases 8: 249-252.
Alderman, D.J. et J.L. Polglase. 1988. Pathogens, parasites and commensals. In: D.M. Holdrich and R.S. Lowery (eds.). Freshwater Crayfish Biology, Management and Exploitation. Timber Press, OR., p. 175.
Ballesteros, I., M.P. Martín et J. Diéguez-Uribeondo. 2006. First isolation of Aphanomyces frigidophilus (Saprolegniales) in Europe. Mycotaxon 95: 335-340.
Ballesteros, I., M.P. Martín, L. Cerenius, K. Söderhäll, M.T. Tellería et J. Diéguez-Uribeondo. 2007. Lack of specificity of the molecular diagnostic method for identification of Aphanomyces astaci. BFPP / Bulletin Francais de la Pêche et de la Pisciculture 385: 17-24. Pour consulter la version électronique à voir https://dx.doi.org/10.1051/kmae:2007002 ou https://www.kmae-journal.org.
Cammà, C., N. Ferri, D. Zezza, M. Marcacci, A. Paolini, L. Ricchiuti et R. Lelli. 2010. Confirmation of crayfish plague in Italy: detection of Aphanomyces astaci in white clawed crayfish. Diseases of Aquatic Organisms 89: 265-268.
Cerenius, L., K. Söderhäll, M. Persson et R. Ajaxon. 1988. The crayfish plague fungus Aphanomyces astaci - diagnosis, isolation, and pathology. In: Goeldlin de Tiefenau, P. (ed.), Freshwater Crayfish VII, Papers from the Seventh International Symposium of Astacology. Musée Zoologique Cantonal, Lausanne, pp. 131-144.
Chinain, M. et A. Vey. 1988a. Comparative studies on strains of Fusarium solani parasitic for crayfish or isolated from other hosts. In: Goeldlin de Tiefenau, P. (ed.), Freshwater Crayfish VII, Papers from the Seventh International Symposium of Astacology. Musée Zoologique Cantonal, Lausanne, pp. 179-185.
Chinain, M. et A. Vey. 1988b. Infection caused by Fusarium solani in crayfish Astacus leptodactylus. In: Goeldlin de Tiefenau, P. (ed.), Freshwater Crayfish VII, Papers from the Seventh International Symposium of Astacology. Musée Zoologique Cantonal, Lausanne, pp. 195-202.
Chinain, M. et A. Vey. 1988c. Experimental study of Fusarium solani: infections in Astacus leptodactylus and Pacifastacus leniusculus (Crustacea, Decapoda). Diseases of Aquatic Organisms 5: 215-223.
Diéguez-Uribeondo, J., L. Cerenius et K. Söderhäll. 1994. Saprolegnia parasitica and its virulence on three different species of freshwater crayfish. Aquaculture 120: 219-228.
Edgerton, B.F., L.H. Evans, F.J. Stephens et R.M. Overstreet. 2002. Synopsis of freshwater crayfish diseases and commensal organisms. (Annual Review of Fish Diseases Volume 9). Aquaculture 206: 57-135.
Geasa, N.M.S. 2003. Histopathological and SEM studies on cuticular changes in the exotic crayfish Procambarus clarkii (Crustacea, Decapoda) infected by shell disease. Journal of the Egyptian German Society of Zoology 40D (Invertebrate Zoology & Parasitology): 63-76.
Herbert, B. 1987. Notes on diseases and epibionts of Cherax quadricarinatus and C. tenuimanus (Decapoda: Parastacidae). Aquaculture 64: 165-173.
Huner J.V. et E.E. Brown. 1985. Crustacean and Mollusk Aquaculture in the U.S. AVI Publishing, Westport, CT. 476 p.
Lilley, J.H. et V. Inglis. 1997. Comparative effects of various antibiotics, fungicides and disinfectants on Aphanomyces invaderis and other saprolegniaceous fungi. Aquaculture Research 28: 461-469.
Maestracci, V. et A. Vey. 1988. Fungal infection of gills in crayfish: histological, cytological and physiopathological aspects of the disease. In: Goeldlin de Tiefenau, P. (ed.), Freshwater Crayfish VII, Papers from the Seventh International Symposium of Astacology, 1987. Musée Zoologique Cantonal, Lausanne, pp. 187-194.
Oidtmann, B., N. Schaefers, L. Cerenius, K. Söderhäll et R.W. Hoffmann. 2004. Detection of genomic DNA of the crayfish plague fungus Aphanomyces astaci in clinical samples by PCR. Veterinary Microbiology 100: 269-282.
Royo, F., G. Andersson, E. Bangyeekhun, J.L. Múzquiz, K. Söderhäll et L. Cerenius. 2004. Physiological and genetic characterisation of some new Aphanomyces strains isolated from freshwater crayfish. Veterinary Microbiology 104: 103-112.
Söderhäll, K., M.W. Dick, G. Clark, M. Fürst et O. Constantinescu. 1991. Isolation of Saprolegnia parasitica from the crayfish Astacus leptodactylus. Aquaculture 92: 121-125.
Söderhäll, K., J. Rantamäki et O. Constantinescu. 1993. Isolation of Trichosporon beigelii from the freshwater crayfish Astacus astacus. Aquaculture 116: 25-31.
Unestam, T. 1973. Fungal disease of Crustacea. Review of Medical & Veterinary Mycology 8: 1-20.
Vey, A. 1977. Studies on the pathology of crayfish under rearing conditions. In: O.V. Lindqvist (ed.). Freshwater Crayfish 3. Papers from the Third International Symposium on Freshwater Crayfish, 1976. University of Kuopio Press, Kuopio, Finland, pp. 311-319.
Vey, A. 1986. Disease problems during aquaculture of freshwater crustacea. In: Brink, P. (ed.), Freshwater Crayfish VI, Papers from the Sixth International Symposium of Astacology. International Association of Astacology, Lund, pp. 212-222.
Citation
Bower, S.M. (2012): Précis des maladies infectieuses et des parasites des mollusques et des crustacés exploités commercialement: Saprolegnia spp. (maladie fongique) des écrevisses.
Date de la dernière révision: Janvier2012
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