Steinhausia mytilovum (maladie des oeufs de moule)

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• Méthodes de contrôle
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Catégorie

Catégorie 1 (non observé au Canada)

Noms courants et généralement admis de l'organisme ou de l'agent pathogène

Steinhausia ou maladie de l'oeuf de moule.

Nom scientifique ou classification taxonomique

Steinhausia (=Chytridiopsis, =Haplosporidium) mytilovum (Sprague 1965, Sprague et al. 1972) et Steinhausia sp. (microsporidie).

Répartition géographique

1.  Est des États-Unis (Field 1923, Sprague 1965, Figueras et al. 1991a, Sunila et al. 2004) et Californie, É.-U. (Hillman 1991).
2.  Europe, y compris l'Italie (Lauckner 1983), l'Espagne (Figueras et al. 1991b, Robledo et al. 1994, Villalba et al. 1997, Sagristà et al. 1998), la France (Comtet et al. 2004) et la Grèce, à partir du golfe de Thermaikos dans le nord de la mer Égée (Rayyan et Chintiroglou 2003).
3.  Détroit de Cockburn, Australie-Occidentale (Jones 1997, Jones et Creeper 2006).
4.  Estuaire de la rivière Amazone, Brésil (Matos et al. 2005).

Espèces hôtes

1.  Mytilus edulis et Mytilus sp.
2.  Mytilus galloprovincialis et Mytilus edulis.
3.  Mytilus galloprovincialis.
4.  Mytella guyanensis.

Des spécimens de Steinhausia sp. et des microsporidies de type Steinhausia ont été signalés chez d'autres bivalves, notamment des huîtres et des coques/palourdes.

Impact sur l'hôte

Cette microsporidie infecte le cytoplasme et le noyau des ovules de la moule et peut inciter à une réaction d'infiltration hémocytaire de type diffuse de niveau modéré à sévère (De Vico et Carella 2012). Cette infiltration de granulocytes et de gros hémocytes basophiles a été associée à la résorption de l'épithélium germinal et des ovules. Toutefois, des ovocytes infectés (=oocytes) ont aussi été observés chez des follicules apparemment sains (Sunila et al. 2004, Jones et Creeper 2006). l'effet sur la viabilité de chaque ovule demeure inconnu, mais l'infection déforme le noyau de l'ovule et peut entraîner la destruction de ce dernier. De plus, la fécondité des moules serait inversement liée à l'intensité de l'infection. Dans le détroit de Cockburn, en Australie-Occidentale, la prévalence globale de l'infection était de 44,4 % des moules femelles en août et en octobre 1995 (Jones et Creeper 2006). Dans le détroit de Long Island, dans le Connecticut (É.-U.), une prévalence relativement élevée d'infection (23 %) a été observée chez M. edulis mais la proportion d'ovules infectés par rapport aux ovules non infectés était généralement très faible (Sunila et al. 2004). Rayyan et Chintiroglou (2003) ont rapporté qu'en plus de provoquer une forte réaction d'infiltration hémocytaire dans les follicules gonadiques infectés, S. mytilovum affectait l'indice de condition des M. galloprovincialis infectés dans le golfe de Thermaikos. Cependant, Comtet (2004) prévient que l'indice de condition est influencé par de nombreux facteurs, intrinsèques (p. ex., étape de la gamétogénèse, infections parasitaires diverses) et environnementaux (p. ex., température, disponibilité de la nourriture, pollution), et que plusieurs de ces facteurs n'ont pas été pris en considération par Rayyan et Chintiroglou (2003) avant la publication de leurs conclusions.

On connaît mal la biologie de Steinhausia. La transmission se produit vraisemblablement lorsque des spores sont libérées à proximité d'oeufs intacts ou par la combinaison d'une phagocytose et de la diapédèse qui s'en suit (Jones et Creeper 2006). La transmission verticale est soupçonnée (d'une génération à l'autre par l'intermédiaire des ovules; parfois appelée transmission trans-gonadique ou transovarienne), mais cela n'a pas encore été démontré (Sagristà et al. 1998). En Australie-Occidentale, la prévalence de l'infection n'augmente pas selon la taille de la moule, ce qui suggère que l'infection est annuelle (Jones et Creeper 2006). Matos et al. (2005) estiment que le taux d'infection afficherait peut-être un profil saisonnier directement lié à la température de l'eau, alors que des températures plus basses se traduiraient par une plus forte prévalence et un plus grand nombre de spores par moule.

Techniques de diagnostic

Observations générales

nbsp;: Les ovules infectés dans le tissu du manteau des femelles M. galloprovincialis cuites sont caractérisées par une surface inégale parsemée de taches blanc crème renfoncées et de tubercules gonflés qui forment des taches se distinguant du tissu rose-orangé sain des femelles (Jones et Creeper 2006).

Histologie

nbsp;: Des sporocystes (cystes parasitophores, inclusions sphériques, uninucléaires ou multinucléaires) sont présents dans le cytoplasme et le noyau de l'ovocyte ou de l'ovule (Sagristà et al. 1998) et pourraient être associés à une infiltration hémocytaire dans les tissus gonadiques (follicules gonadiques internes affectés et dans les tissus conjonctifs entourant ces follicules). Ces sporocystes sont sphériques (9-18 µm de diamètre) et peuvent contenir entre 10 et 41 spores sphériques (d'environ 1-2 µm de diamètre). Même s'il n'y a généralement qu'un seul sporocyste par ovule, on a déjà observé jusqu'à trois sporocystes dans la section histologique d'une gonade de M. galloprovincialis. Cela pourrait avoir un lien avec l'indentation du noyau de l'ovule. Peterson et al. (2011) ont rapporté que S. mytilovum était plus facile à détecter dans les échantillons histologiques colorés à l'aide d'une coloration de Gram (colorant Gram AccustainMD des trousses pour la coloration des tissus, HT90T, Sigma-Aldrich) que dans les échantillons teints à l'aide d'autres colorations testées, comme la méthode conventionnelle utilisant le colorant de campêche et d'éosine, la méthode de May-Grünwald Giemsa, la méthode de Luna pour les érythrocytes et les granules eosiphophiles, ainsi que la méthode de Fite pour les organismes acido-résistants.

Microscope électronique

nbsp;: l'ultrastructure de S. mytilovum a été décrite et illustrée comme suit par Sagristà et al. (1998). Le plasmode mérogonial présentait une endomitose avec une plaque centriolaire et des microtubules intranucléaires. Les sporoblastes étaient diplocaryotiques et soit ronds, soit ovales. Il y avait un filament polaire naissant dans la région centrale. Les préspores, également diplocaryotiques, étaient ovales. Ils affichaient un système tubulaire opaque aux électrons connecté au filament polaire en formation. Les spores matures étaient diplocaryotiques, et ils présentaient un cytoplasme opaque aux électrons et un filament polaire isofilaire enroulé en spirale dans la région postérieure. Matos et al. (2005) ont découvert que l'ultrastructure de S. mytilovum chez Mytella guyanensis (provenant du Brésil) était très semblable à cette décrite par Sagristà et al. (1998).

Méthodes de contrôle

Les moules provenant de zones infectées (actuellement ou par le passé) ne devraient pas être introduites dans des zones qui n'ont pas encore été affectées.

Références

Bower, S.M. et A.J. Figueras. 1989. Infectious diseases of mussels, especially pertaining to mussel transplantation. World Aquaculture 20(4): 89-93.

Comtet, T. 2004. Impact of Steinhausia mytilovum on its host: a comment on Rayyan & Chintiroglou (2003). Diseases of Aquatic Organisms 59: 175-176.

Comtet, T., C. Garcia, Y. Le Coguic et J.P. Joly. 2004. First record of the microsporidian parasite Steinhausia mytilovum in Mytilus sp. (Bivalvia: Mytilidae) from France. Diseases of Aquatic Organisms 58: 261-264.

De Vico, G. et F. Carella. 2012. Morphological features of the inflammatory response in molluscs. Research in Veterinary Science 93: 1109-1115.

Field, I.A. 1923. Biological and economic value of the sea mussel Mytilus edulis. Bulletin of the Washington Bureau of Fisheries (1921-1922) 38: 127-259.

Figueras, A.J., C.F. Jardon et J.R. Caldas. 1991a. Diseases and parasites of mussels (Mytilus edulis, Linneaus, 1758) from two sites on the east coast of the United States. Journal of Shellfish Research 10: 89-94.

Figueras, A.J., C.F. Jardon et J.R. Caldas. 1991b. Diseases and parasites of rafted mussels (Mytilus galloprovincialis Lmk): preliminary results. Aquaculture 99: 17-33.

Hillman, R.E. 1991. Steinhausia mytilovum (Minisporida: Chitridiopsidae) in Mytilus sp. in California: a new geographic record. Journal of Invertebrate Pathology 57: 144-145.

Jones, J.B. 1997. Steinhausia sp. (Microspora: Chytridiopsidae) infecting ova of Mytilus galloprovincialis in western Australia. In: M. Pascoe (ed). 10th International Congress of Protozoology. The University of Sydney, Australia, Monday 21 July - Friday 25 July 1997, Programme & Abstracts. Business Meetings & Incentives, Sydney, p. 112.

Jones, J.B. et J. Creeper. 2006. Diseases of pearl oysters and other molluscs: a Western Australian perspective. Journal of Shellfish Research 25: 233-238.

Lauckner, G. 1983. Diseases of Mollusca: Bivalvia. In: O. Kinne [ed.]. Diseases of Marine Animals. Volume II: Introduction, Bivalvia to Scaphopoda. Biologische Anstalt Helgoland, Hamburg, p. 550-553.

Matos, E., P. Matos et C. Azevedo. 2005. Observations on the intracytoplasmic microsporidian, Steinhausia mytilovum, a parasite of mussel (Mytella guyanensis) ovocytes from the Amazon River Estuary. Brazilian Journal of Morphological Science 22: 183-186.

Peterson, T.S., J.M. Spitsbergen, S.W. Feist et M.L. Kent. 2011. Luna stain, an improved selective stain for detection of microsporidian spores in histologic sections. Diseases of Aquatic Organisms 95: 175-180.

Rayyan, A. et C.C. Chintiroglou. 2003. Steinhausia mytilovum in cultured mussels Mytilus galloprovincialis in the Thermaikos Gulf (northern Aegean Sea, Greece). Diseases of Aquatic Organisms 57: 271-273.

Robledo, J.A.F., M.M. Santarém et A. Figueras. 1994. Parasite loads of rafted blue mussels (Mytilus galloprovincialis) in Spain with special reference to the copepod, Mytilicola intestinalis. Aquaculture 127: 287-302.

Sagristà, E., M.G. Bozzo, M. Bigas, M. Poquet et M. Durfort. 1998. Developmental cycle and ultrastructure of Steinhausia mytilovum, a microsporidian parasite of oocytes of the mussel, Mytilus galloprovincialis (Mollusca, Bivalvia). European Journal of Protistology 34: 58-68.

Sprague, V. 1965. Observations on Chytridiopsis mytilovum (Field), formerly Haplosporidium mytilovum Field (Microsporidia?). Journal of Protozoology 12: 385-389.

Sprague, V., R. Ormières et J.F. Manier. 1972. Creation of a new genus and a new family in the Microsporida. Journal of Invertebrate Pathology 20: 228-231.

Sunila, I., L. Williams, S. Russo et T. Getchis. 2004. Production and pathology of blue mussels, Mytilus edulis (L.) in an experimental longline in Long Island Sound, Connecticut. Journal of Shellfish Research 23: 731-740.

Villalba, A., S.G. Mourelle, M.J. Carballal et C. López. 1997. Symbionts and diseases of farmed mussels Mytilus galloprovincialis throughout the culture process in the Rías of Galicia (NW Spain). Diseases of Aquatic Organisms 31: 127-139.

Citation

Bower, S.M. (2012  : Sommaire des maladies infectieuses et des parasites des mollusques et crustacés exploités commercialement : Steinhausia mytilovum (maladie de l'oeuf de moule).

Date de la dernière révision  : Novembre 2012
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