La panope (Panopea generosa) : Anatomie, histologie, développement, pathologie, parasites et symbiontes

Procaryotes intracellulaires chez les panopes

Des agrégats (microcolonies) de procaryotes intracellulaires qui, croit-on, appartiennent à des espèces des genres Rickettsia ou Chlamydia ont été observés dans les cellules épithéliales des filaments branchiaux (Figures 1a et 1b) et, occasionnellement, dans l’épithélium des palpes. En raison de leur apparence, on les appelle souvent des corps d’inclusion basophiles. Bien que la prévalence de l’infection soit élevée chez les panopes (presque toutes les panopes adultes sont infectées), l’intensité de l’infection est généralement très faible, ce qui a entravé l’identification spécifique de ces parasites.

Figures 1a et b. Corps d’inclusion (flèches) présents dans les coupes histologiques des cellules épithéliales des branchies, sans réaction négative apparente de la panope. Coloration à l’hématoxyline-éosine.

Des corps d’inclusion ont été observés chez d’autres bivalves de la Colombie-Britannique, et on sait que leur ou leurs agents causatifs sont non-pathogènes dans la plupart des cas. Dorfmeier et ses collaborateurs (2015) ont également signalé des corps d’inclusion (colonies intracytoplasmiques de type Rickettsia) dans les cellules épithéliales des branchies de P. generosa dans l’État de Washington. Des inclusions « semblables à des rickettsies » n’ont été détectées qu’à l’intérieur des cellules épithéliales des diverticules digestifs secondaires et non dans les branchies (cellules épithéliales des cténidies) de quelques P. generosa étudiées sur la côte du Pacifique de la Basse-Californie, au Mexique (Cáceres-Martínez et al. 2015). Dans tous les cas, on n’a relevé aucun signe de pathologie importante associée à l’infection.

La présence de procaryotes intracellulaires appartenant aux Rickettsiales dans les branchies et les cellules épithéliales de la glande digestive a aussi été rapportée chez plusieurs espèces de palourdes à travers le monde, y compris Cerastoderma edule, Donax trunculus, Mercenaria mercenaria, Mya arenaria, Venerupis (=Tapes) philippinarum, Tapes (=Ruditapes) decussatus, Siliqua patula, Tapes pullastra, Tellina tenuis, Tridacna crocea et Hippopus hippopus ainsi qu’une grande variété de mollusques marins incluant les huîtres, les moules et les pétoncles. Les infections sont généralement faibles et ne sont habituellement pas associées à une maladie. Cependant, une inflammation importante des tissus des branchies ainsi que des mortalités chez les myes géantes d’élevage (H. Hippopus) ont été associées à des infections importantes des branchies chez des organismes semblables à des rickettsies aux Philippines et en Micronésie (Norton et al. 1993).De plus, un organisme similaire, 'Candidatus Xenohaliotis californiensis' qui habite les cellules de la glande digestive de l’ormeau a été rendu responsable du syndrome du dépérissement et de mortalités massives chez l’ormeau noir en Californie (Gardner et al. 1995, Friedman et al. 2000).

Méthodes de contrôle

Aucune méthode de prévention ou de contrôle n’est connue. Il a été suggéré que le surpeuplement et le faible taux d’échange d’eau dans les bassins terrestres prédisposent Hippopus hippopus à des infections d’intensité accrue, à des maladies cliniques et à des mortalités. Des expériences avec 'Candidatus Xenohaliotis californiensis' indiquent que ce pathogène pourrait être transmis par la colonne d’eau sans requérir aucun contact direct entre les ormeaux infectés et non infectés et que des températures supérieures à la normale semblent avoir un effet synergique sur la maladie (Martínez et al. 2000, Moore et al. 2000).

Aucune méthode de prévention ou de contrôle n’est connue. Il a été suggéré que le surpeuplement et le faible taux d’échange d’eau dans les bassins terrestres prédisposent Hippopus hippopus à des infections d’intensité accrue, à des maladies cliniques et à des mortalités. Des expériences avec 'Candidatus Xenohaliotis californiensis' indiquent que ce pathogène pourrait être transmis par la colonne d’eau sans requérir aucun contact direct entre les ormeaux infectés et non infectés et que des températures supérieures à la normale semblent avoir un effet synergique sur la maladie (Martínez et al. 2000, Moore et al. 2000).

Références

Cáceres-Martínez, J., R. Vásquez-Yeomans et R. Cruz-Flores. 2015. First Description of symbionts, parasites, and diseases of the Pacific geoduck Panopea generosa from the Pacific coast of Baja California, Mexico. Journal of Shellfish Research 34: 751-756.

Comps, M. and R. Raimbault. 1978. Infection rickettsienne de la glande digestive de Donax trunculus Linné. Sciences et Pêches, Bulletin de l'Institute des Pêches Maritimes 281: 11-12. (In French).

Comps, M. 1982. Étude morphologique d'une infection rickettsienne de la palourde Ruditapes philippinarum Adam and Reeves. Revue des Travaux de l'Institut des Pêches Maritimes 46: 141­145. (In French.).

Comps, M. 1983. Infections rickettsiennes chez les mollusques bivalves des côtes française. Rapports et Procès­verbaux des Réunions du Conseil International pour l'Exploration de la Mer 182: 134­136. (In French).

Dorfmeier, E.M., B. Vadopalas, P. Frelier et C.S. Friedman. 2015. Temporal and spatial variability of native geoduck (Panopea generosa) endosymbionts in the Pacific Northwest. Journal of Shellfish Research 34: 81-90.

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Friedman, C.S., K.B. Andree, K.A. Beauchamp, J.D. Moore, T.T. Robbins, J.D. Shields, and R.P. Hedrick. 2000. 'Candidatus Xenohaliotis californiensis', a newly described pathogen of abalone, Haliotis spp., along the west coast of North America. International Journal of Systematic Evolution and Microbiology 50: 487-855.

Gardner, G.R., J.C. Harshbarger, J.L. Lake, T.K. Sawyer, K.L. Price, M.D. Stephenson, P.L. Haaker and H.A. Togstad. 1995. Association of prokaryotes with symptomatic appearance of withering syndrome in black abalone Haliotis cracherodii. Journal of Invertebrate Pathology 66: 111-120.

Harshbarger, J.C., S.C. Chang and S.V. Otto. 1977. Chlamydiae (with phages), mycoplasmas, and rickettsia in Chesapeake Bay bivalves. Science 196: 666­668.

Martínez, J.C., C.A. Tinajero, Y.G. Rentería and J.G.G. Avilés. 2000. Rickettsiales-like prokaryotes in cultured and natural populations of the red abalone Haliotis rufescens, blue abalone, Haliotis fulgens, and the yellow abalone Haliotis corrugata from the Baja California, Mexico. (Abstract) Journal of Shellfish Research 19:503.

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Moore, J.D., T.T. Robbins and C.S. Friedman. 2000. The role of a Rickettsia-like prokaryote in withering syndrome in California red abalone, Haliotis rufescens. (Abstract) Journal of Shellfish Research 19: 525-526.

Norton, J.H., M.A. Shepherd, M.R. Abdon-Naguit and S. Lindsay. 1993. Mortalities in the giant clam Hippopus hippopus associated with rickettsiales-like organisms. Journal of Invertebrate Pathology 62: 207-209.

Information de citation

Bower, S.M. and Blackbourn, J. (2003): La panope (Panopea generosa) : Anatomie, histologie, développement, pathologie, parasites et symbiontes : Procaryotes intracellulaires chez les panopes.