Hematodinium spp. des homards de Norvège
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Catégorie
Catégorie 3 (pas d'hôte au Canada)
Noms courants et généralement admis de l'organisme ou de l'agent pathogène
Hémopathie aux dinoflagellés chez le homard de Norvège, ou syndrome postmue.
Nom scientifique ou affiliation taxonomique
Dinoflagellés parasites Hematodinium sp. du homard de Norvège. Lorsque Hudson et Adlard (1996) ont analysé la séquence nucléotidique de la région de la petite sous-unité partielle et du premier espaceur transcrit interne (ITS1) du gène de l'ARN ribosomique de plusieurs isolats, y compris ceux de Hematodinium perezi, provenant de Callinectes sapidus, et de Hematodinium sp., provenant de Chionoecetes baridi et de Chionoecetes opilio, ils ont conclu que les différences de séquence justifiaient la création d'une nouvelle espèce de Hematodinium pour ce parasite chez le homard. Cependant, comme nous l'indiquons ci-après, des questions taxonomiques en ce qui a trait à l'identification de l'espèce et à l'identité des hôtes vulnérables continuaient à se poser et n'étaient pas résolues en 2012 (Small 2012).
Remarque : Pour obtenir de plus amples renseignements à propos des espèces d'Hematodinium décrites à partir de crustacés marins autres que les homards, consulter les pages Web suivantes : les crabes sur les côtes européennes et nord-américaines de l'océan Atlantique, la cause de la maladie du crabe amer chez les Chionecetes spp. et d'autres crabes du nord de l'océan Pacifique et du nord de l'océan Atlantique, et les crabes vivant à proximité de l'Australie et de la Chine.
Répartition géographique
Côte ouest de l'Écosse; importance économique particulière des stocks Nephrops norvegicus de la région de la mer Clyde. Dans le nord-est de l'océan Atlantique, on signale également cette maladie dans la mer d'Irlande, la Manche, la baie d'Helgoland, le détroit du Skagerrak et du Kattegat situé entre la Suède et le Danemark et éventuellement d'autres espèces de crustacés sur la côte ouest du Groenland et dans les eaux côtières de la province de Terre-Neuve-et-Labrador, au Canada (Stentiford et al. 2001a; Small et al. 2007b; Eigemann et al. 2010).
Espèces hôtes
Nephrops norvegicus et possiblement l'amphipode Orchomene nanus, et diverses espèces de crabes, y compris : Carcinus maenas, Cancer pagurus, Pagurus bernhardus et Liocarcinus depurator provenant des eaux longeant les côtes de la partie centrale de l'Europe occidentale; Chionoecetes opilio provenant de la côte est du Canada et de la côte ouest du Groenland; et Hyas araneus provenant de la côte ouest du Groenland (Small et al. 2006; 2007b; Eigemann et al. 2010; Small et Pagenkopp 2011). Cependant, Hamilton et al. (2010) ont utilisé une combinaison de méthodes phylogénétiques avec des analyses des structures secondaires de divers gènes d'ARN ribosomique afin de montrer que le parasite Hematodinium se trouvant à l'est et à l'ouest de l'Atlantique Nord se composait de ribotypes ou de clades distincts correspondant aux spécificités de l'hôte. Par exemple, le parasite Hematodinium du clade de la " langoustine " n'a été décelé que chez N. norvegicus, alors que d'autres clades étaient propres aux crabes ou semblaient être des parasites généralistes (Hamilton et al. 2010). Néanmoins, Jensen et al. (2010) et Small (2012) ont conclu que le parasite Hematodinium chez N. norvegicus était du même clade génétique (et probablement de la même espèce) que celui qui est largement répandu chez d'autres décapodes (Chionoecetes angulatus, Chionoecetes bairdi, Chionoecetes tanneri, Chionoecetes opilio, Hyas coarctatus, Lithodes couesi, Paralithodes camchaticus, Pagurus bernhardus, Pagurus prideaux, Munida rugosa, Cancer pagurus and Carcinus maenas) du nord de l'océan Atlantique et du nord de l'océan Pacifique. Le parasite Hematodinium touchant les crabes Portunoidae, Callinectes sapidus et Liocarcinus depurator du nord de l'océan Atlantique ainsi que les crabes Scylla serrata sur les côtes de la province du Zhejiang, en Chine, ont été classés dans un autre clade (Jensen et al. 2010).
Impact sur l'hôte
Stentiford et Neil (2011) affirment que Hematodinium est le pathogène connu le plus important pour Nephrops norvegicus et qu'il est responsable d'une épidémie continue chez les populations de N. norvegicus pêchées dans le nord de l'Europe au moins depuis le début des années 1980. En Écosse, la pêche lucrative de N. norvegicus a subi de lourdes pertes en raison du parasite Hematodinium au début des années 1990, ce dernier étant responsable d'épidémies saisonnières annuelles de diverses ampleurs (prévalence comprise entre 20 et 70 %) (Field et al. 1992; Field et al. 1998; Stentiford et al. 2001c). Une série chronologique à long terme (de 1990 à 2008) pour la population de la région de la mer Clyde de N. norvegicus, en Écosse (Royaume-Uni), a montré qu'après la période épizootique initiale de 5 ans, la prévalence s'est stabilisée à 20-25 %; cette prévalence élevée est peut-être conservée grâce à des taux de recrutement élevés de N. norvegicus vulnérables (Beevers et al. 2012).
Nous ne savons que très peu de choses à propos de la transmission et des premiers stades de l'infection par le parasite Hematodinium, en raison des lacunes des connaissances relatives à la taxonomie, au cycle de vie, à l'éventail d'hôtes et aux périodes de latence pour ce groupe de parasites (Stentiford et Neil 2011). Chez N. norvegicus, le stade infectieux n'est pas connu, mais l'infection semble s'établir au sein de l'hôte par l'intermédiaire de réseaux syncytiaux multinucléés fixés comprenant des trophonts plasmodiaux et filamenteux multinucléés, soit fixés à la surface des organes de l'hôte, soit se ramifiant entre des structures comme la musculature abdominale (Field et al. 1992; Field et Appleton 1995). Les femelles de N. norvegicus infectées provenant de la mer d'Irlande ne développent pas de gonades matures (Briggs et McAliskey 2002), et les gonades de N. norvegicus sont détruites pendant les infections patentes (Stentiford et Neil 2011). Il existe des signes de réactions de défense cellulaire chez l'hôte chez certains homards, sous la forme d'une encapsulation des hémocytes dans les branchies et le cœur, et d'une phagocytose des dinoflagellés par les phagocytes fixés de l'hépatopancréas. La plupart des principaux organes et tissus semblent être envahis avant que les stades de fixation ne donnent lieu aux stades de plasmodes multinucléés et aux formes uninucléées circulant librement et en grand nombre dans l'hémolymphe (Field et Appleton 1995). Taylor et al. (1996) ont indiqué que la présence de parasites aussi nombreux dans l'hémolymphe pouvait bloquer les sinus hémaux dans les branchies et semblait compromettre l'apport d'oxygène dans les tissus de l'hôte. Les taux de consommation d'oxygène de l'hémolymphe étaient environ cinq fois plus élevés tandis que le pouvoir oxyphorique était environ 50 % inférieur chez les homards gravement infectés par rapport aux homards non infectés ou moins gravement infectés. En outre, le pH de l'hémolymphe était inférieur et la concentration de L-lactate était significativement plus élevée chez les homards infectés, ce qui indique que ces animaux ont en partie recours au métabolisme anaérobie (Taylor et al. 1996). La principale cause du décès peut être liée à la perturbation du transport des gaz et à l'anoxie des tissus causées par la prolifération d'un grand nombre de cellules de dinoflagellés dans l'hémolymphe.
Les stades uninucléés au sein de l'hémolymphe correspondent vraisemblablement aux stades de sporoblastes décrits par Appleton et Vickerman (1998). On peut supposer que ces stades provoquent les quantités massives de dinospores biflagellées (macrospores et microspores) décrites par Field et Appleton (1995) ainsi que par Appleton et Vickerman (1998) et qui sont constatées chez certains homards (Stentiford et Neil 2011). Il s'est avéré que les dinospores quittaient les N. norvegicus infectés par les branchies et les membranes articulaires, le décès de l'individu se produisant peu de temps après (Appleton et Vickerman 1998). Stentiford et Shields (2005) ont indiqué que malgré sa production simultanée et sa sortie active et massive des hôtes infectés, la dinospore ne correspond pas forcément au stade infectieux, mais pourrait correspondre à un stade intermédiaire précédant un stade de kyste au repos ou un autre stade non parasitique. Ils émettent également la supposition que les amphipodes peuvent jouer le rôle d'hôtes remplaçants ou de réservoirs pour ce parasite (Stentiford et Shields 2005). Cependant, chez N. norvegicus, la sporulation d'Hematodinium se produit juste avant la période de mue principale et semble être associée à la transmission de la maladie (Field et al. 1992; 1998). Stentiford et al. (2001c) ont démontré que la synchronisation des saisons de mue entre les homards mâles et femelles jouait un rôle important dans le mode d'infection au cours d'une année donnée. Plus précisément, les années où la mue était relativement synchrone, un pic marqué des infections patentes était observé, tandis que les années où la mue était asynchrone, on observait un plateau prolongé de faible niveau de prévalence. En outre, un pic de prévalence de l'infection patente se chiffrant à 70 % a été découvert dans certains échantillons relevés au chalut, et ce pic coïncidait avec la saison de mue annuelle (Field et al. 1992). Bien que ces études laissent entendre que la mue représente une période importante pour subir l'infection, les données sont circonstancielles, particulièrement si l'on tient compte de la période apparemment longue entre l'incubation et la maladie patente ainsi que de la difficulté à établir un lien entre une infection et une mortalité ou une saison (Stentiford et Shields 2005).
Stentiford et al. (1999a, 2001c) et Briggs et McAliskey (2002) ont décelé une tendance saisonnière de l'infection patente avec des pics de prévalence se produisant au printemps (avril et mai), période pendant laquelle les niveaux de prévalence semblaient les plus forts chez les N. norvegicus ayant mué récemment. l'infection peut être influencée par des facteurs directement liés à l'âge de l'hôte (homards immatures) plutôt que par sa taille, mais elle est plus importante chez les petits N. norvegicus (longueur de carapace moyenne inférieure à 30 mm) et les femelles (Stentiford et al. 2001c; Briggs et McAliskey 2002). Cependant, des infections de faible niveau ont été découvertes à toutes les périodes de l'année chez des homards qui ne semblaient pas infectés. Beevers et al. (2012) ont utilisé une série d'essais sur une période de près de deux années pour démontrer que la combinaison d'une insensibilité aux essais et de diverses dynamiques parasitaires avait provoqué une conclusion erronée d'une présence très saisonnière des hôtes infectés; au lieu de cela, il semble que c'est l'intensité de l'infection, et non la prévalence en tant que telle, qui dépend des saisons (Behringer et al. 2012). En outre, des infections légères à Hematodinium ont été découvertes grâce aux essais de PCR lorsque les infections patentes étaient à leurs niveaux de prévalence et d'intensité les plus élevés, ce qui semble indiquer que l'infection se développe à des vitesses différentes en fonction des individus de N. norvegicus, et que seule une portion du nombre total de N. norvegicus infectés meurt dans l'année (Beevers et al. 2012). À l'aide d'un essai de PCR par amorces incluses, Eigemann et al. (2010) ont découvert une prévalence élevée (entre 45 et 87,5 %) d'Hematodinium dans les décapodes sans signes morphologiques de maladie et laissaient entendre que l'espèce Hematodinium pouvait être plus commune que nous le pensions (en partant de l'hypothèse que l'ADN détecté provenait de cellules de parasites viables et infectieuses) et que les hôtes pouvaient développer une maladie mortelle en cas de stress physiologique provenant d'autres facteurs.
L'espèce Hematodinium agit sur le métabolisme des glucides de N. norvegicus en réduisant les concentrations de glucose dans l'hémolymphe et de glycogène dans l'hépatopancréas avec une hausse concomitante des concentrations plasmatiques d'hormones hyperglycémiques des crustacés, faisant ainsi peser une charge métabolique importante sur le homard (Stentiford et al. 2001d). Gornik et al. (2010) ont, quant à eux, déterminé que le stress chronique induit par l'infection parasitaire entraînait un épuisement total du glycogène musculaire (et par conséquent un échec de la fermentation glycolytique post-mortem), un épuisement quasi complet du phosphate d'arginine, une altération considérable de la charge énergétique adénylique et influait grandement sur les processus biochimiques post-mortem. En outre, les concentrations de plusieurs acides aminés libres de l'hémolymphe de N. norvegicus, et notamment la sérine, baissaient au début des infections, alors que les concentrations de plusieurs acides aminés libres augmentaient à des stades plus tardifs de l'infection. Le changement le plus important concernait la taurine, qui augmentait par un facteur de 13 pour atteindre une contribution relative au total des acides aminés libres de 41,6 % (Stentiford et al. 1999b). Certains acides aminés libres (p. ex. la taurine et le glutamate) sont des neurotransmetteurs ou des neuromodulateurs chez N. norvegicus, ce qui laisse entendre que l'infection pourrait avoir des répercussions sur le comportement et les capacités locomotrices de N. norvegicus, modifiant ainsi considérablement leur capacité à éviter la capture, que ce soit par des prédateurs ou des chalutiers (Stentiford et al. 1999b). Plus précisément, N. norvegicus a démontré un déclin progressif de ses capacités générales de nage à mesure que la gravité de l'infection augmentait, avec la réduction du nombre de relèvements de la queue effectués, du nombre d'épisodes de nage, de la vélocité moyenne au moment d'un épisode de nage et de la distance totale parcourue en nageant (Stentiford et al. 2000a). En outre, les homards infectés passent plus de dix fois plus de temps, en pourcentage de la journée, en dehors de leur terrier que les homards non infectés, ce qui accroît la disponibilité de ces homards infectés pour les chalutiers et les prédateurs (Stentiford et al. 2001b). La capturabilité accrue qui en résulte pour les homards infectés par rapport à leurs homologues non infectés peut être à l'origine d'une surestimation considérable de la prévalence de cette maladie sur un lieu de pêche particulier. Cependant, si les animaux infectés sont plus vulnérables à l'égard de la prédation en raison d'une capacité moindre à s'échapper, l'infection n'ajoute pas nécessairement de mortalité à la mortalité naturelle générale, mais remplace plutôt une partie de cette mortalité (Stentiford et al. 2001c). Néanmoins, la maladie peut contribuer à une part considérablement plus élevée de mortalité naturelle que ne le permettent habituellement les modèles des pêches (Stentiford et Neil 2011).
Field et al. (1992), Field et Appleton (1995) et Stentiford et al. (2000b) ont décrit des dommages causés par le parasite aux fibres musculaires de N. norvegicus, notamment lorsque les parasites pénètrent dans les interstices des fibres à la fin de l'infection et lorsqu'ils perturbent les régions périphériques des fibres. Field et al. (1992) ont affirmé qu'une grave infection avait des effets néfastes sur la qualité de la chair, provoquant des commentaires de la part des pêcheurs et des transformateurs. Cependant, Stentiford et Neil (2011) ont indiqué que l'absence relative d'effets de la maladie sur la musculature abdominale était peut-être avantageuse pour le marché des N. norvegicus fraîchement tués et congelés, car le produit ne semble pas être grandement modifié, au moins en ce qui a trait à son intégrité mécanique. Toutefois, dans le cadre d'essais avec des jurys de dégustateurs formés, des différences importantes ont été détectées entre les échantillons de chair de queue provenant de homards non infectés et de homards fortement touchés, ces derniers étant décrits comme fades et présentant un arrière-goût, et comme légèrement moins fermes et moins moelleux (c.-à-d., texture plus friable ou plus molle), et dans l'ensemble moins savoureux; mais, étonnamment, aucun goût amer (comme c'est le cas pour la maladie du crabe amer chez les espèces Chionecetes) n'a été signalé (Stentiford et Neil 2011; Albalata et al. 2012). Ces résultats indiquent que les langoustines gravement infectées par Hematodinium présentent une qualité commerciale inférieure, même après la cuisson des queues (Albalata et al. 2012).
Techniques de diagnostic
Observations générales
Les individus de N. norvegicus gravement touchés par le parasite se reconnaissent extérieurement par l'hyperpigmentation prononcée (souvent une décoloration orange vif à terne) de la carapace, et particulièrement des pattes chéliformes et du céphalothorax, ainsi que par une opacité accrue attribuée à l'hémolymphe d'un blanc laiteux qui est visible à travers la cuticule translucide de l'abdomen ventral. l'examen à la recherche de cette coloration anormale a été appelé méthode diagnostique de la couleur du corps. Elle permet une évaluation rapide des stades avancés de la maladie (Stentiford et al. 2001c; Briggs et McAliskey 2002; Stentiford et Neil 2011). Même si cette méthode reste utile pour détecter les infections avancées, elle ne permet pas de détecter les infections subpatentes, voire latentes (niveau faible, basées dans les tissus), chez N. norvegicus (Stentiford et al. 2001c; Stentiford et Neil 2011). l'hépatopancréas présente souvent une coloration verte évidente, alors qu'il est normalement brun. Les individus de N. norvegicus infectés présentent habituellement une réduction de leur capacité de nage (Stentiford et al. 2000a), des modèles de comportement altérés en ce qui concerne leur terrier (Stentiford et al. 2001b) et des difficultés de marche ou de soutien. Les individus gravement touchés sont souvent moribonds.
Préparation humide
l'hémolymphe contient des cellules dinoflagellées non motiles semblables, de par leur taille, à des hémocytes (5 à 14 µm de diamètre, les stades flagellés n'ont pas encore été observés chez les homards). Chez N. norvegicus, des agrégats de parasites denses apparaissent sous la forme de zones obscures au sein des pléopodes retirés du homard et examinés sous la lumière transmise d'un microscope composé. Cette méthode diagnostique par le pléopode est constante et efficace lorsqu'il s'agit d'identifier les infections patentes, et le niveau d'agrégation cellulaire visible dans le pléopode est utilisé pour mesurer la gravité de l'infection (Field et Appleton 1995). En comparaison avec la méthode diagnostique de la couleur du corps, cette méthode de diagnostic offre un outil fiable, rapide et relativement transposable pour l'évaluation de l'infection; elle permet de déceler l'infection à ces premiers stades et elle donne une estimation plus précise de sa prévalence chez les homards capturés sur le terrain (Stentiford et al. 2001c). Malgré les récents progrès en matière de méthodes diagnostiques basées sur les anticorps et les analyses moléculaires, la méthode diagnostique par le pléopode reste une technique de détermination du stade de développement de l'infection qui s'avère utile pour les scientifiques en laboratoire et sur le terrain (Stentiford et Neil 2011).
Histologie
Des échantillons de tissus et d'organes provenant de N. norvegicus (normalement, du cœur, de l'hépatopancréas, du muscle de la patte chéliforme, du muscle abdominal, des gonades et des branchies) sont excisés et fixés avec un fixateur à l'eau de mer de Davidson (plusieurs autres fixateurs sont adaptés à l'histologie des tissus de crustacés) pendant 24 h avant d'être transférés dans une solution d'alcool méthylique à 70 % de qualité industrielle en vue d'un entreposage avant leur traitement. Les échantillons fixés sont ensuite préparés pour l'histologie à l'aide de protocoles standard puis colorés à l'hématoxyline et à l'éosine. l'espèce Hematodinium est facilement diagnostiquée dans les coupes histologiques en raison de la forme condensée de sa chromatine qui se colore densément avec l'hématoxyline (Stentiford et Neil 2011). Dans les infections graves, l'espèce Hematodinium se trouve dans les lacunes sanguines de tous les principaux organes. La plupart des parasites sont uninucléés, et bon nombre d'entre eux subissent des mitoses; des trophonts plasmodiaux et filamenteux (vermiformes, de type " tentacules de gorgone ") multinucléés (jusqu'à 5 noyaux) ont également été observés (Field et al. 1992). Chez N. norvegicus, ces trophonts filamenteux et plasmodiaux ont une apparente prédilection pour l'hépatopancréas, les parasites étant en association étroite avec les lames basales des tubules hépatopancréatiques, et y étant peut-être même fixés (Stentiford et Shields 2005). En outre, Field et Appleton (1995) ont décrit des réseaux syncytiaux contenant des chromosomes condensés proéminents fixés aux tissus mitoyens des lacunes sanguines de l'hôte et se ramifiant entre les fibres musculaires du muscle abdominal et du cœur. Field et Appleton (1995) indiquent que, malgré la présence d'un pseudo réseau de syncytium de parasites entre les fibres musculaires et l'association de formes uninucléées avec le sarcolemme, l'histologie de la musculature abdominale reste principalement normale, en apparence, même aux stades avancés de l'infection. Les réactions de défense cellulaire chez l'hôte comprennent l'encapsulation des hémocytes dans les branchies et le cœur ainsi que la phagocytose des parasites Hematodinium par les phagocytes fixés dans l'hépatopancréas (Field et Appleton 1995).
Culture
Un cycle de développement caractéristique comprenant le développement de deux types de dinospores uninucléées flagellées a été reproduit in vitro dans une solution saline à l'équilibre composée de 10 % de sérum de veau fœtal et de Nephrops avec des antibiotiques ajoutés et à une température de 8 °C. Les deux types de dinospores (macrospores et microspores) ont germé pour produire des trophonts multinucléés non fixés filamenteux (vermiformes, de type " tentacules de gorgone ") après 5 semaines en milieu frais. Ces trophonts (de 28 à 190 µm de long) présentent des mouvements de flexion et de contraction longitudinale caractéristiques et se multiplient par fragmentation (ramification et fission). Cette forme de croissance a été mise en sous-culture de manière indéfinie à des intervalles de 2 semaines. Lorsque ce n'était pas le cas, les trophonts filamenteux produisaient des colonies de filaments rayonnants qui se fixaient au substrat afin de former des trophonts multinucléés de la forme d'une toile (plasmodiaux). Ces trophonts évoluent en sporoblastes qui synthétisent les trichocystes et les flagelles, et qui produisent des dinospores pour lancer un nouveau cycle (Appleton et Vickerman 1996; 1998). Les différents stades de développement du cycle de vie se poursuivent à des températures supérieures à 8 °C, mais sont retardés lorsque la température du milieu de culture dépasse 15 °C (Appleton et Vickerman 1998; Stentiford et Shields 2005).
Microscopie électronique
: De petits échantillons (environ 2 mm3) d'hépatopancréas doivent être fixés dans une solution comprenant 3 % de glutaraldéhyde avec un tampon de citrate de sodium 0,1 M (pH 7,4) et de 1,75 % de chlorure de sodium pendant 2 heures à température ambiante puis, pendant une période postfixation de 1 heure à 4 °C, dans une solution d'oxyde d'osmium réduite à 1 %. La coloration à l'acétate d'uranyle va définir les stades uninucléés et multinucléés dont la forme est irrégulière (6 à 10 µm de diamètre) des Hematodinium en fonction de leurs noyaux caractéristiques qui présentent des profils de chromatine condensés, des trichocystes cytoplasmiques et une membrane limite alvéolaire (Stentiford et Neil 2011). Même si les noyaux qui présentent une chromatine condensée sont caractéristiques de ceux que l'on trouve dans les dinoflagellés, tous les spécimens ne contenaient pas de trichocystes dans le cytoplasme (Field et Appleton 1995). Les cellules du parasite sont limitées par un amphiesme caractéristique (enveloppe de cellule complexe observée chez certains dinoflagellés) qui manque de plaques thécales et de microtubules pour renforcer la membrane la plus profonde (Field et al. 1992). Des micropores (environ 110 à 200 nm de diamètre), des organites pour l'endocytose (une fonction de cytostome), ont été observés à la surface des trophonts filamenteux (vermiformes et plasmodiaux) et des trophonts amiboïdes d'Hematodinium in vitro et in vivo provenant de la gonade de N. norvegicus (Appleton et Vickerman 1996). La mitochondrie abondante présente des crêtes tubulaires caractéristiques des dinoflagellés, et il n'y a pas de chloroplaste. l'infection des fibres profondes du muscle fléchisseur abdominal de N. norvegicus a provoqué des modifications de la structure du sarcolemme et une perturbation localisée des groupes myofibrillaires à la périphérie, mais pas dans l'ensemble de la partie centrale des fibres (Stentiford et al. 2000b). Cependant, contrairement à la musculature abdominale, la structure des muscles de la patte chéliforme des N. norvegicus infectés était considérablement modifiée (comme c'est également le cas chez les crabes infectés [Stentiford et al. 2002]), même aux stades précoces de l'infection (Stentiford et Neil 2011).
Essai immunologique
Une épreuve de dépistage par immunofluorescence indirecte (IFAT) a été conçue pour déceler le parasite Hematodinium dans l'hémolymphe et les tissus de N. norvegicus (Field et Appleton 1996). Cette technique est plus sensible que les observations générales (méthode diagnostique par la couleur du corps) et que les examens de la préparation humide (méthode diagnostique par le pléopode). Elle permet de déceler des infections de l'hémolymphe de faibles niveaux ainsi que les infections des tissus qu'il était impossible de diagnostiquer auparavant. l'épreuve de dépistage par immunofluorescence indirecte des anticorps polyclonaux de Field et Appleton (1996) a été conçue dans le cadre d'une épreuve d'immunoempreinte (transfert Western) qui s'est avérée 10 fois plus sensible que la méthode diagnostique par le pléopode de Field et Appleton (1995) (Stentiford et al. 2001a). Small et al. (2002) ont également utilisé les procédures de production d'anticorps de Field et Appleton (1995) pour concevoir un dosage immunoenzymatique (ELISA) qui a permis d'obtenir les mêmes résultats que l'IFAT et qui était plus sensible que l'épreuve d'immunoempreinte, avec les avantages supplémentaires de la simplicité et de la capacité à tester plusieurs échantillons en une courte période. Beevers et al. (2012) ont utilisé une version modifiée de ce dosage ELISA (en plus des dosages par PCR) afin de détecter les infections subpatentes. Cependant, Stentiford et al. (2002) et Bushek et al. (2002) ont démontré que les anticorps polyclonaux utilisés dans ces essais peuvent présenter des réactions croisées avec les épitopes qui se trouvent sur d'autres parasites protozoaires, y compris les parasites Hematodinium sp. provenant de cinq espèces de crabes, deux autres espèces de parasites dinoflagellés et le parasite Perkinsus marinus chez les huîtres. Stentiford et Neil (2011) soulignent qu'il faut exercer une certaine prudence lorsque l'on applique ces techniques, et notamment lorsque la faune pathogène d'arrière-plan est méconnue chez l'hôte en question.
Sondes à ADN
Pour l'espèce Hematodinium, tous les efforts de publication se sont concentrés sur les segments du gène de l'ARN ribosomique, qui est présent dans le génome nucléaire des eucaryotes sous la forme de grappes répétées en tandem de gènes hautement conservés codant les gènes de la petite sous-unité (SSU ou 18S), de la région 5.8S et de la grande sous-unité, qui sont séparés par des séquences d'espaceurs très variables, les premier et deuxième espaceurs transcrits internes (ITS1 et ITS2) (Small 2012). La conception d'un test de diagnostic fondé sur la réaction en chaîne de la polymérase (PCR) a été étudiée pour la première fois chez Hematodinium par Hudson et Adlard (1994; 1996). Une série d'amorces de PCR propres à l'espèce Hematodinium et basées sur l'ADN ribosomique qui amplifient un produit de 380 paires de bases à parti d'un N. norvegicus infecté par Hematodinium a été décrite (Small et al. 2006). Ces amorces permettent de déceler Hematodinium chez des amphipodes cohabitants (Orchomene nanus) provenant de la région de la mer Clyde, en Écosse, et chez des individus de Carcinus maenas provenant de la Manche (Small et al. 2006). Par la suite, Small et al. (2007b) ont utilisé ces amorces pour mener une analyse phylogénétique à l'aide de la séquence de l'ITS1 du parasite Hematodinium provenant des espèces N. norvegicus, Cancer pagurus et Pagurus bernhardus de 4 lieux du Royaume-Uni, et du parasite Hematodinium touchant l'espèce Chionoecetes opilio qui provient de la province de Terre-Neuve-et-Labrador; ils semblent indiquer que ces crustacés sont infectés par la même espèce de parasite Hematodinium. Une longueur variable de la région de l'ITS1 a été constatée (de 324 à 345 paires de bases), et cette variabilité a été attribuée à 4 régions de microsatellites variables au sein du fragment de l'ITS1 séquencé. Small et al. (2007b) indiquent que cette variation observée peut découler de la co-infection du crustacé hôte par plusieurs souches de parasites Hematodinium ou de différences entre les copies de la région de l'ITS1 au sein du génome d'une seule cellule du parasite. À l'aide de ces amorces et d'autres amorces ayant déjà fait l'objet de publications, Eigemann et al. (2010) ont décrit un essai de PCR par amorces incluses permettant de détecter le parasite Hematodinium dans cinq espèces de crustacés provenant de la côte orientale du Danemark et de la côte occidentale du Groenland. Ils ont indiqué une sensibilité de détection de l'essai de PCR par amorces incluses supérieure à celle de l'essai de PCR standard décrit par Small et al. (2006). Bien que des parasites Hematodinium aient été détectés chez 5,8 % (n = 52) et 65 % (n = 20) des spécimens de N. norvegicus respectivement à l'aide de l'essai de PCR standard et de l'essai de PCR par amorces incluses, aucun (n = 72) de ces homards n'avait été signalé comme infecté par les méthodes diagnostiques par la couleur du corps et par le pléopode (Eigemann et al. 2010). Hamilton et al. (2011) ont utilisé différentes amorces dans un essai de PCR par amorces incluses et ont déterminé que l'ADN du parasite Hematodinium se trouvait dans la colonne d'eau et qu'il était porté par des espèces planctoniques, y compris par les crustacés hôtes au stade larvaire, lorsque les infections sont à leur niveau le plus faible chez les hôtes adultes. Cependant, la présence d'ADN n'indique pas que l'organisme est viable ni qu'il est actif sur le plan métabolique (Hamilton et al. 2011). Beevers et al. (2012) ont utilisé ces amorces et d'autres amorces ayant fait l'objet de publications pour détecter des infections subpatentes.
Caractérisation biochimique : Le rapport entre la taurine et la sérine dans l'hémolymphe de l'espèce N. norvegicus, déterminé par chromatographie liquide à haute performance (CLHP) en phase inversée, peut fournir une mesure diagnostique suffisamment sensible pour les infections patentes par Hematodinium (Stentiford et al. 1999b). De plus, contrairement à l'espèce Hematodinium chez le crabe bleu (Callinectes sapidus), l'espèce Hematodinium chez N. norvegicus sécrète l'enzyme phosphatase acide, et l'activité de cette enzyme est localisée sur les granules cytoplasmiques et sur les membranes entourant le noyau de la cellule (Small et al. 2007a). Small et al. (2007a) ont laissé entendre que le modèle d'activité de cette enzyme et d'autres enzymes pouvait être utile pour distinguer les différentes espèces de Hematodinium.
Méthodes de contrôle
On ne connaît pas de méthode de prévention. Cependant, des données empiriques semblent indiquer que certaines pratiques de pêche peuvent favoriser la propagation des maladies. Ces pratiques comprennent le rejet sélectif ou le décorticage des prises en mer, le réappâtage à partir d'animaux infectés et le déplacement des animaux entre divers lieux (rejet sélectif en chemin). Les stratégies de contrôle comprennent le rejet sélectif à quai, le rejet sélectif ou le retrait les animaux morts pour les envoyer à des usines de transformation des engrais situées sur le littoral, la limitation du transport des animaux vivants et le changement des pratiques d'appâtage. Des modifications aux politiques de pêche pourraient également se justifier. Certaines données en provenance de lieux de pêches de N. norvegicus en Écosse indiquent que la structure de la population d'un lieu de pêche donné est liée à la prévalence de l'infection par Hematodinium au sein du lieu, les populations composées d'individus de petite taille et de tailles identiques présentant la prévalence la plus élevée (Stentiford et al. 2001c). À ce titre, les régimes de gestion des pêches visant à promouvoir des répartitions de tailles normales au sein du lieu de pêche sont susceptibles de permettre d'éviter les épizooties (Stentiford et Neil 2011). Enfin, l'avènement des expéditions de homards vivants vers des marchés lointains accroît la possibilité d'introduire des agents pathogènes par inadvertance dans de nouvelles régions (Stentiford et Shields 2005). Cependant, le manque de clarté actuel concernant la classification taxonomique de l'espèce Hematodinium chez diverses espèces de crustacés sur les zones littorales de l'Atlantique Nord rend difficile l'analyse de l'épizootiologie mondiale de ce pathogène important ainsi que le calcul des facteurs de risque en ce qui a trait à son transfert vers des zones géographiques et des hôtes naïfs (Steintiford et Neil 2011).
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Citation
Bower, S.M. (2013): Précis des maladies infectieuses et des parasites des mollusques et des crustacés exploités commercialement: Hematodinium spp. des homards de Norvège.
Date de la dernière révision : Fevrier 2013
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