Perkinsus (perkinsose) des palourdes et des coques

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Catégorie 1 (non observé au Canada)

Noms courants et généralement admis de l'organisme ou de l'agent pathogène

Infection de Perkinsus spp. des palourdes, perkinsose des palourdes. l'identité précise de certains de ces parasites n'a toujours pas été confirmée. On a attribué aux rapports portant sur le même parasite un code alphabétique qui est appliqué à tous les renseignements existants sur ce parasite dans chacune des sections suivantes.

Nom scientifique ou classification taxonomique

La classification taxonomique du genre Perkinsus a évolué, comme l'indique la description de la maladie causée par Perkinsus marinus. Les recherches taxonomiques sur les liens de parenté avec le phylum relativement nouveau Perkinsozoa ont été menées à partir de Perkinsus olseni (=atlanticus) (Teles-Grilo et al. 2007a, b) et de Perkinsus chesapeaki (Zhang et al. 2011). d'après Zhang et al. (2011), le genre Perkinsus se rattacherait à une lignée indépendante (Perkinsozoa) entre les phylums Apicomplexa et Dinoflagellata. Voici les noms spécifiques que l'on attribue aux espèces de Perkinsus observées chez les palourdes :

1. Perkinsus olseni (=atlanticus). Ce parasite a d'abord été décrit sous le nom de Perkinsus atlanticus chez les palourdes en Europe (Azevedo 1989). Subséquemment, une espèce de Perkinsus a été trouvée chez Venerupis (=Tapes, =Ruditapes) philippinarum en Corée, en Chine et au Japon. Hamaguchi et al. (1998) ont constaté que la séquence nucléotidique de deux espaceurs internes transcrits (ITS1 et ITS2) et la région 5.8S de l'ARN sont presque identiques chez P. atlanticus et Perkinsus olseni. Ils ont émis l'hypothèse que le parasite observé au Japon pourrait en fait être P. atlanticus. Perkinsus olseni a d'abord été décrit chez l'ormeau, mais des expériences d'infection croisée et des études moléculaires portent à croire qu'une seule espèce de Perkinsus est présente dans tout un éventail de mollusques, y compris les palourdes, en Australie (Goggin et al. 1989, Goggin et Lester 1995). d'autres études moléculaires ont signalé des similarités considérables entre P. atlanticus et P. olseni(Berth 2004). Note : comme la synonymie des noms P. olseni et P. atlanticus proposée par Murrell et al. (2002) a été confirmée, le nom P. olseni est privilégié. À l'aide des mêmes régions d'ADN et des séquences d'un espaceur non transcrit, Park et al. (2005, 2008) ont déterminé que les espèces de Perkinsus de Corée et du Japon étaient homologues et qu'il s'agissait de Perkinsus olseni (=atlanticus). Similairement, Elandaloussi et al. (2009a, b) ont constaté l'homologie entre des isolats provenant d'Espagne et P. olseni, ce qui leur a permis de conclure que, malgré la vaste aire de répartition de ce parasite, les souches de P. olseni se regroupent en fonction de leurs hôtes plutôt que de leur origine géographique pour former un clade bien définie de P. olseni. Ainsi, P. olseni touche un large éventail d'hôtes (infecte les gastropodes autant que les bivalves) et son aire de répartition est très étendue (elle comprend au moins les côtes de l'Australie, de la Nouvelle-Zélande, du Vietnam, du Japon, de la Corée, de la Chine, de l'Europe et de l'Uruguay).
2. Perkinsus chesapeaki chez la mye Mya arenaria, qui diffère légèrement de Perkinsus marinus sur le plan moléculaire et par la morphologie de ces zoospores (McLaughlin et al. 2000b). Au moins deux espèces de Perkinsus (P. marinus et P. chesapeaki) sont présentes chez M. arenaria (Kotob et al. 1999a, b; McLaughlin et al. 2000a). Crassostrea virginica, Macoma balthica et M. arenariaétaient susceptibles à l'infectionpar P. chesapeaki lors de manipulations expérimentales basées sur l'inoculation de la cavité du manteau d'isolats de culture (Dungan et al. 2007a). Même si en laboratoire P. chesapeaki pouvait infecter des huîtres et des palourdes (hôtes), une enquête sur les bivalves sauvages de la région de la baie de Chesapeake a révélé que les infections à P. chesapeaki étaient prédominantes chez au moins 6 espèces de palourdes et touchaient rarement (6 %) l'huître C. virginica (Reece et al. 2008).
3. Perkinsus (=Labyrinthomyxa) andrewsi chez Macoma balthica, a été différencié de Perkinsus marinus, Perkinsus atlanticus, Perkinsus olseni et Perkinsus qugwadi grâce à des données sur les séquences du locus de l'ARNr (Coss et al. 2001b). Selon des analyses de l'ADN ([à l'aide de la réaction en chaîne de la polymérase] des régions des locus de l'ARN de la petite sous-unité ribosomique [ITS1 et ITS2 principalement]), cette espèce est présente chez d'autres palourdes (Macoma mitchelli et Mercenaria mercenaria) et huîtres (Crassostrea virginica); dans ce dernier cas, l'espèce peut coexister avec Perkinsus marinus (Coss et al. 1999, 2001b). Cependant, P. andrewsi était relativement rare (1,3 %) par rapport à P. marinus, détecté dans 58,4 % des 394 exemplaires de C. virginica examinés lors d'une étude (Pecher et al. 2008). Les analyses des régions des espaceurs internes transcrits (ITS) de plusieurs espèces de Perkinsus (y compris de nombreux isolats de certaines espèces) regroupaient systématiquement P. chesapeaki et P. andrewsi (Murrell et al. 2002, Casas et al. 2002a, b). Par ailleurs, selon l'analyse de la séquence ITS d'isolats clonés de Perkinsus sp. chez la mye Mya arenaria et Tagelus plebeius de la baie de Chesapeake, la variabilité des séquences d'ITS de P. chesapeaki et de P. andrewsi indiquent la présence d'un véritable polymorphisme au sein d'une espèce parasitaire unique (Dungan et al. 2002). Cette variabilité a été confirmée par Pecher et al. (2004) qui ont signalé la présence d'une deuxième unité génétique dans l'ARNr de P. andrewsi dont toutes les régions (à l'exception de la 5.8S) affichaient des différences de séquences par rapport à celles qui avaient été initialement décrites pour ce parasite. De plus, ce deuxième gène de l'ARNr était semblable à des variations rapportées par Dungan et al. (2002). Note : si P. chesapeaki et P. andrewsi sont synonymes, le nom P. chesapeaki aura préséance sur P. andrewsi (Burreson et al. 2003). l'équivalence de ces deux désignations est étayée par une étude approfondie de Burreson et al. (2005) basée sur des recherches morphologiques (in vivo et in vitro), moléculaires (analyse des séquences de trois locus génétiques : les régions des espaceurs internes transcrits de l'ARNr, le gène de l'ARN de la grande sous-unité ribosomique et le gène codant l'actine) et des recherches expérimentales (infection croisée). Toutefois, Pecher et al. (2008) considèrent qu'il ne s'agit pas d'une preuve suffisante de la synonymie des deux désignations. Plus précisément, Pecher et al. (2008) affirment que P. chesapeaki a initialement été décrit comme un morphotype distinct par McLaughlin et al. (2000b) et que l'isolat de Perkinsus, analysé pour clarifier le rapport entre P. andrewsi et P. chesapeaki, a été attribué à P. chesapeaki, car il était isolé de l'hôte type approprié. Étant donné que cet isolat semble morphologiquement identique à P. andrewsi, il pourrait en fait ne pas correspondre à P. chesapeaki, comme on l'avait soutenu au départ. Percher et al. (2008) ont donc décidé de garder la désignation P. andrewsi en attendant de nouvelles preuves à l'appui de la synonymie. Et cela en dépit de l'affirmation de Burreson et al. (2005) qui soutenaient que la morphologie de la culture néohapantotype de P. chesapeaki était identique à la morphologie publiée pour P. chesapeaki et provenait de l'hôte type et de la même région de la baie de Chesapeake, comme localité type.
4. Perkinsus sp. dont les séquences de la région de l'ITS 5.8S de l'ARNr affichent un degré élevé d'homologie avec celles de P. olseni et de P. atlanticus (respectivement 99,85 % et 99,71 %) et un degré inférieur d'homologie (94,88 % ou plus) avec d'autres espèces (c.-à-d. Perkinsus marinus, Perkinsus andrewsi et Perkinsus qugwadi). De même, la région de l'espaceur non transcrit de l'ARNr n'affichait que de légères différences avec celle de P. olseni (1,31 %) et de P. atlanticus (3,73 %), mais des différences considérables par rapport à celle de P. marinus (24,62 %) et de P. andrewsi (53,45 %). On n'a pas pu déterminer l'espèce dans ce cas-ci, car le degré d'homologie nécessaire pour différencier les espèces de Perkinsus n'a pas encore été déterminé (Leethochavalit et al. 2003).
5. Perkinsus honshuensis, qui présente des caractéristiques morphologiques et génétiques bien distinctes par rapport à celles de P. olseni (Dungan et Reece 2006).
6. Perkinsus mediterraneus, décrit initialement chez les huîtres (Casas et al. 2004), est très proche sur le plan phylogénique du groupe Perkinsus olseni (=atlanticus) (tout en appartenant à un autre clade bien distinct) présent sur les palourdes de la même zone (Cao et al. 2008).

NOTE 1: un protiste semblable à Perkinsus atlanticus isolé in vitro à partir de la palourde Ruditapes decussatus en Galice (Espagne), la séquence du gène de l'ARN de la grande sous-unité ribosomique était différente de celle qui avait été publiée pour P. olseni (= atlanticus) dans le GenBank. Ce parasite a provisoirement reçu le nom de Pseudoperkinsus tapetis et a été rattaché aux protistes de type champignon du nouveau groupe des Mésomycétozoaires (Figueras et al. 1992, 1996, 2000). Comme les espèces de Perkinsus, cet isolat a développé de grandes prézoosporanges (hypnospores) auxquelles le Lugol donne une coloration bleu foncé, après leur incubation dans un milieu liquide au thioglycollate (Figueras et al. 2001). l'analyse de Ray en milieu liquide au thioglycollate (RFTM) ne permet donc pas de faire la distinction entre les deux espèces (Novoa et al. 2002). Par ailleurs, l'activité protéasique des produits extracellulaires de Pseudoperkinsus tapetis était différente de celle décrite pour Perkinsus marinus (Ordás et al. 2001b).

NOTE 2 : on ne peut pas faire la distinction entre les différentes espèces de Perkinsus à partir de la morphologie, des espèces-hôtes et de l'origine géographique. Même à l'aide de données moléculaires, on peut avoir des difficultés à reconnaître les délimitations réelles entre les espèces si l'on n'établit pas plusieurs cultures clonales, si l'on ne séquence pas assez de clones d'ADN ou si les cultures sont réalisées à partir d'une sélection restreinte d'hôtes ou de répartition géographique (Burreson et al. 2005). Burreson et al. (2005) ont formulé des recommandations pour la description de nouvelles espèces de Perkinsus.

Répartition géographique

1. France (côtes Atlantique et méditerranéenne [Miossec et al. 2006], y compris au moins quatre zones marines : golfe du Morbihan, bassin d'Arcachon, étangs de Leucate et de Thau [Arzul et al. 2009]); Portugal, Espagne (Galice et delta de l'Èbre, Catalogne [nord-ouest], côte de Huelva (sud-ouest), Andalousie [sud], îles Baléares et côte méditerranéenne), Italie (côte méditerranéenne et côte nord-ouest de la mer Adriatique); Grande Barrière de corail, sud et nord-ouest de l'Australie et nord de la Nouvelle-Zélande, chez une palourde ornementale (Tridacna crocea) provenant du Vietnam et importée aux États-Unis (Sheppard et Phillips 2008, Sheppard et Dungan 2009); côtes ouest et sud de la Corée du Sud; préfectures de Kumamoto, d'Hiroshima et de Mie, au Japon; mer de Bohai, le long de la côte nord de la mer Jaune et la côte sud de la Chine; côte de l'Uruguay. On a aussi identifié provisoirement Perkinsus olseni (=atlanticus) chez Macoma balthica dans un tributaire de la baie de Chesapeake, aux États-Unis (Kleinschuster et al. 1994).
2. Baie de Chesapeake (McLaughlin et Faisal 2000) et baie du Delaware (Bushek et al. 2008) aux États-Unis. Grâce à la culture en milieu liquide au thioglycollate RFTM ) et à la réaction en chaîne de la polymérase (PCR) spécifique au genre (comme le décrivent Robledo et al. 2002), on a décelé une espèce de Perkinsus non identifiée chez Mercenaria mercenaria provenant de la côte de la Floride dans le golfe du Mexique (McCoy et al. 2007). Perkinsus chesapeaki a été détecté chez la palourde Venerupis (=Ruditapes) philippinarum à un emplacement en Galice, Espagne (Ramilo et al. 2012) et chez la même espèce de palourdes provenant de la baie de Bonne Anse, en Charante-Maritime, sur la côte atlantique française ainsi que chez la palourde Ruditapes decussatus dans l'étang de Leucate, sur la côte méditerranéenne française (Arzul et al. 2012).
3. États de Virginie et du Maryland (baie de Chesapeake) jusqu'au Maine, aux États-Unis (Pecher et al. 2008). Grâce à la culture en milieu liquide au thioglycollate de Ray (RFTM) et à la réaction en chaîne de la polymérase spécifique au genre (comme le décrivent Robledo et al. 2002), on a décelé une espèce de Perkinsus non identifiée chez Mercenaria mercenaria provenant de la côte de la Floride dans le golfe du Mexique (McCoy et al. 2007).
4. Province de Chonburi dans le golfe de Thaïlande, en Thaïlande.
5. Baie de Gokasho, préfecture de Mie, au Japon.
6. Minorque (îles Baléares), en Espagne.

Espèces-hôtes

1. Ruditapes (=Tapes, =Venerupis) decussatus, Ruditapes (=Tapes) semidecussatus, Tapes (=Venerupis) rhomboides, Venerupis aurea, Venerupis (=Ruditapes) pullastra, Venus verrucosa et Venerupis (=Tapes, =Ruditapes) philippinarum, qui est une espèce importée et d'élevage introduite en France au milieu des années 1970 (Flassch et Leborgne 1992). Dans le cadre d'une enquête épizootiologique réalisée en 2004 et 2005 en France, on a constaté que la prévalence et la charge parasitaire étaient plus élevées chez la palourde R. decussatus par rapport à la palourde V. philippinarum, sans mortalité connexe (Arzul et al. 2009). On a également détecté le parasite dans tous les échantillons examinés pendant une enquête de deux ans sur R. decussatus provenant de cinq emplacements le long de la côte du Portugal et d'un emplacement en Galice, Espagne (Leite et al. 2004). Dans cette même région, P. olseni a aussi été détecté chez Venerupis senegalensis et Tapes rhomboides (Ramilo et al. 2012). Dans le nord-ouest de la mer Adriatique (Italie), une espèce de Perkinsus (probablement P. olseni) a aussi été trouvée chez Cerastoderma edule, Chamelea gallina, Callista chione et d'autres bivalves (Da Ros et Canzonier 1985, Canestri-Trotti et al. 2000), et en Sardaigne chez Cerastoderma glaucum (Culurgioni et al. 2006). Plusieurs espèces de mollusques dans le sud-ouest de l'océan Pacifique, notamment Tridacna gigas, Tridacna maxima, Tridacna crocea, Anadara trapezia, Hippopus hippopus, Chama iostoma, Chama pacificus, Acrostengma unicolor et Katelysia rhytiphora, ainsi que Macomona liliana, Barbatia novaezealandiae, et Austrovenus stutchburyi dans le nord de la Nouvelle-Zélande étaient infectées (Goggin et Lester 1987, Hine 2002, Hine et Diggles 2002, Murrell et al. 2002, Dungan et al. 2007b). Dans le nord de l'Australie-Occidentale, une enquête a permis de détecter Perkinsus sp. dans un large éventail de mollusques bivalves, y compris des espèces de palourdes telles que Barbatia helblingii (Hine et Thorne 2000). Venerupis (=Tapes, =Ruditapes) philippinarum et Protothaca jedoensis, mais pas chez 10 autres espèces de mollusques (notamment Crassostrea gigas et Pinctada fucata martensii) des zones enzootiques de la Corée du Sud, du Japon et de Chine (Choi et Park 1997; Park et al. 2001; Park et al. 2006a, 2008; Wu et al. 2011). Toutefois, le dépistage moléculaire au moyen d'épreuves fondées sur la PCR a permis de détecter de l'ADN de P. olseni chez Crassostrea ariakensis, dans son aire de répartition naturelle (Chine, Japon et Corée), et Crassostrea hongkongensis, sur la côte sud de la Chine (Moss et Reece 2005, Moss et al. 2007). En Uruguay, on a également trouvé P. olseni chez la palourde commerciale Pitar rostata (Cremonte et al. 2005). Crassostrea virginica et Mercenaria mercenaria seraient aussi vulnérables à P. olseni selon les expositions expérimentales (tests de provocation par inoculation ou par bain avec des parasites cultivés ou directement prélevés) en laboratoire (Moss et al. 2008).
2. Décrite à l'origine chez la mye Mya arenaria, qui a été désignée l'hôte type. Le parasite était aussi présent chez Macoma balthica, Tagelus plebeius, Macoma mitchelli, Mercenaria mercenaria, Mulinia lateralis, Rangia cuneata, Cyrtopleura costata et Crassostrea virginica sur la côte est des États-Unis (Burreson et al. 2005, Reece et al. 2008), et chez Venerupis philippinarum et Ruditapes decussatus en France et en Espagne (Arzul et al. 2012, Ramilo et al. 2012). Arzul et al. (2012) ont eu recours à des tests d'hybridation in situ pour confirmer la présence de P. chesapeaki et de P. olseni chez la même population de R. decussatus, et même chez les mêmes spécimens de palourdes.
3. Macoma balthica, désignée hôte type, mais présente aussi chez Macoma mitchelli, Mercenaria mercenaria et Crassostrea virginica (Coss et al. 2001b, Pecher et al. 2008).
4. Paphai undulata (Leethochavalit et al. 2003, 2004).
5. Venerupis philippinarum. Il faut signaler qu'au moins deux espèces de Perkinsus (P. olseni et P. honshuensis) infectent cette espèce de palourde japonaise (Dungan et Reece 2006, Park et al. 2008).
6. Venus verrucosa sur la côte méditerranéenne espagnole, où l'on observe parfois des infections mixtes avec P. olseni (Cao et al. 2008).

Impact sur l'hôte

Chez la plupart des espèces de palourdes, le parasite provoque la formation de kystes ou des nodules visibles de couleur blanchâtre dans les branchies, le pied, l'intestin, la glande digestive, les reins, les gonades et le manteau chez les palourdes gravement infectées. l'agrégation massive de Perkinsus et d'hémocytes provoque des lésions qui peuvent perturber la respiration et d'autres processus physiologiques comme la reproduction (la fertilité/fécondité lorsque les lésions importantes touchent les gonades), la croissance ainsi que la survie, et ont par conséquent un impact sur la productivité des pêches et des élevages. Cependant, comme l'indiquent les paragraphes suivants, les effets des espèces de Perkinsus sur les palourdes semblent varier considérablement et peuvent dépendre de plusieurs facteurs, notamment l'espèce ou la variété de Perkinsus, l'identité de l'hôte et les facteurs environnementaux.

Sur les côtes européennes, les infections chez la palourde Ruditapes decussatus seraient responsables des mortalités considérables dans les zones d'élevage de palourdes de la côte sud du Portugal (Azevedo et al. 1990). Cependant, sur la côte galicienne en Espagne, la perkinsose ne semble pas avoir perturbé le métabolisme énergétique des R. decussatus infectées à 15 °C; Villalba et Casas (2001) ont toutefois avancé l'hypothèse que des températures élevées pourraient avoir une incidence sur la gravité de la maladie. Villalba et al. (2005) ont signalé un patron annuel d'infection d'après lequel l'intensité et la prévalence des infections sont, en moyenne, moins importantes pendant l'hiver qu'au printemps, où elles connaissaient un pic d'infection fortement lié à une température de l'eau à environ 15 °C. Par ailleurs, au début de septembre, moment de l'année où la mortalité est la plus élevée, les palourdes qui provenaient d'une zone touchée par la perkinsose affichent un taux de mortalité bien plus élevée que celles qui proviennent d'une zone non touchée (de 7,0 % et de 2,8 % respectivement; Villalba et al. 2005). Toutefois, Leite et al. (2004) n'ont signalé aucune différence significative concernant l'intensité des infections à Perkinsus chez R. decussatus entre les échantillons prélevés en hiver et ceux prélevés au printemps au Portugal. On a observé, en revanche, des différences considérables d'une année à l'autre et d'un site à l'autre, ce qui indique que d'autres facteurs, autre que ceux responsables des variations climatiques saisonnières, pourraient avoir une incidence sur la prévalence et l'intensité de l'infection provoquée par le parasite en question. Des résultats semblables ont été rapportés par Elandaloussi et al. (2008), qui n'ont pas constaté de saisonnalité de la prévalence de P. olseni chez V. philippinarum et R. decussatus dans le nord-ouest de la mer Méditerranée, ni de corrélation significative entre l'intensité de l'infection chez ces palourdes et la température ou la salinité de l'eau. Pour leur part, Dang et al. (2010) n'ont détecté aucun cycle saisonnier concernant P. olseni chez V. philippinarum dans aucune des 34 stations du bassin d'Arcachon (sud-ouest de la France) où la prévalence de l'infection était élevée (en moyenne, entre 70 % et 100 %). Une enquête de deux ans sur P. olseni et V. philippinarum chez R. decussatus le long des côtes françaises a révélé une prévalence moins importante de l'infection sur la côte atlantique et la Manche que la mer Méditerranéenne, mais aucune mortalité anormale n'a été signalée (Miossec 2006, Miossec et al. 2006). Montes et al. (2001) ont déterminé que le parasitisme de P. olseni (=atlanticus) favorise l'incidence des infections opportuniste de virus et de bactéries opportunistes qui ont des effets nuisibles sur les populations de palourdes (R. semidecussatus) du nord de la côte méditerranéenne espagnole. En Galice (Espagne), P. olseni a inhibé le développement des gonades chez R. decussatus et la réponse hémocytaire au parasite s'est traduite par une réduction du volume de tissu gonadique. Toutefois, aucun effet significatif a été observé sur l'index gonadique, la fécondité, ou l'efficacité du frai (Casas et Villalba 2012). Sinon, les résultats des études sur le terrain de Dang et al. (2013) indiquaient que des concentrations d'entre 10⁵ et 10⁶ cellules de Perkinsus (probablement P. olseni, mais possiblement mélangées à des cellules de P. chesapeaki à un des sites) par gramme de tissu branchial ont perturbé les fonctions physiologiques de V. philippinarum et R. decussatus en France et en Espagne respectivement, comme le souligne l'incidence sur le taux de croissance des palourdes.

Sur la côte est de l'Asie, l'espèce Perkinsus serait à l'origine des épizooties ayant entraîné une mortalité massive et un déclin de la pêche commerciale de la palourde Venerupis philippinarum au cours de la décennie avant 2005 en Corée (Park et al. 1999, Choi et Park 2005), en Chine (Liang et al. 2001, Wu et al. 2011). Perkinsus serait aussi à l'origine du déclin de la population de cette palourde au Japon (Hamaguchi et al. 1998, Park et al. 2008). Les graves infections observées chez les palourdes plus âgées en Corée semblaient causer des retards de croissance et de maturation des gamètes, ce qui se traduisait par des modifications de la dynamique et de la stabilité des populations (Park et Choi 2001). Plus précisément, des niveaux élevés d'infection à Perkinsus ont une incidence sur la fréquence du frai et réduisent la production d'oeufs chez V. philippinarum, ce qui pourrait avoir des effets à long terme sur le recrutement et la croissance de la population de palourdes (Park et al. 2006b). Toujours en Corée, les résultats des enquêtes sur les espèces de Perkinsus chez V. philippinarum ont indiqué que la répartition spatiale de ce parasite serait tributaire, dans une certaine mesure, de la température, de la salinité et du type de substrat (Park et Choi 2001). Chez les palourdes V. philippinarum de Jeju, île au large des côtes du sud de la Corée, Nago et Choi (2004) ont constaté que la prévalence et l'intensité de Perkinsus étaient à leur niveau le plus bas en septembre et à leur niveau le plus élevé en mars. Cependant, Choi et Park (2005) et Yang et al. (2012) ont signalé que l'intensité de l'infection atteignait son pic maximal pendant l'automne (de septembre à novembre) en raison de l'état physiologique affaibli des palourdes après le frai; des mortalités massives ont été constatées dans les gisements de palourdes des côtes ouest et sud de la Corée du Sud. À cinq emplacements, le long de la côte est de la Chine, la prévalence de P. olseni chez V. philippinarum se situait entre 43,75 % et 95,83 % et était considérablement plus élevée en octobre qu'en mai (Wu et al. 2011). En laboratoire, P. olseni a provoqué la mort directe des juvéniles (coquille de 3 à 10 mm de longueur) de V. philippinarum. On a estimé le niveau létal d'infection à environ 107 cellules d'agent pathogène par gramme de tissu mou (Shimokawa et al. 2010). Cependant, d'après les résultats des enquêtes de Lee et al. (2001) sur les maladies des palourdes en Corée, il faut faire preuve de prudence lorsqu'on établit un lien de causalité entre les infections à Perkinsus et les mortalités de V. philippinarum. Au Japon, aussi bien en laboratoire que sur le terrain, Yoshinaga et al. (2010) n'ont pas trouvé de preuves claires de l'effet négatif de P. olseni sur la physiologie (élimination des diatomées [Cheatoceros calcitrans] de l'eau de mer, tolérance à des températures de l'eau élevées et de l'activité d'enfouissement) ainsi que sur la survie des palourdes V. philippinarum infectées. De plus, on a également constaté une diminution significative de l'intensité de l'infection en novembre, à la fin de la période de frai (Yoshinaga et al. 2010).

Les branchies semblent être le tissu le plus visé par Perkinsus sp. Chez la mye Mya arenaria, la lésion la plus couramment observée était constituée d'amas de trophozoïtes encapsulés à l'intérieur de murs biens définis qui forment une structure semblable à un kyste. Au stade avancé de l'infection, la pléthore de kystes dans les tissus conjonctifs des branchies s'accompagnait d'une perte de structures tissulaires sous-jacentes et de lamelles branchiales (McLaughlin et Faisal 1998a). Des observations semblables dans le cas d'infections à Perkinsus chez V. philippinarum en Corée ont été rapportées par Park et Choi (2001), Lee et al. (2001) ainsi que Choi et Park (2005). Leite et al. (2004) ont constaté un déclin considérable de l'indice de condition (pourcentage du poids total de la palourde qui correspond à la chair comestible) de palourdes R. decussatus gravement infectées par Perkinsus. Goggin (1996) a rapporté que P. olseni n'avait pas provoqué de perte dans la masse de tissu frais chez les Tridacna (en particulier, Tridacna crocea) dont la coquille peut atteindre 100 mm de longueur.

Les hémocytes, en particulier les granulocytes, de R. decussatus in vitro étaient capable de phagocyter les trophozoïtes, mais pas les zoospores de P. olseni (=atlanticus) (López et al. 1997). Par ailleurs, les sécrétions des cultures de P. olseni (=atlanticus), qui possèdent des concentrations élevées de protéines, de la phosphatase acide et une activité protéasique, ont inhibé la phagocytose de plusieurs particules, notamment du zymosan, d'Escherichia coli et de Vibrio tapetis par R. decussatus et les moules de l'espèce Mytilus galloprovincialis (Ordás et al. 1999). McLaughlin et al. (2000a) ainsi que McLaughlin et Faisal (2001) ont signalé une différence entre P. chesapeaki et P. marinus en ce qui concerne la production de protéines extracellulaires qui pourrait expliquer les différences de pathologie observées chez les spécimens infectés de la mye Mya arenaria et de l'huître Crassostrea virginica respectivement. Hégaret et al. (2007) ont constaté que les palourdes V. philippinarum infectées par P. olseni maintiennent des hémocytes fonctionnels, mais l'infection provoquée par le parasite modifie leur réponse immunitaire en cas d'exposition à des algues nuisibles ou toxiques. De plus, da Silva et al. (2008) ont déterminé que la prévalence et l'intensité de P. olseni ont diminué chez les palourdes exposées à la même algue toxique (Karenia selliformis). Par ailleurs, P. olseni a eu une incidence sur l'état pathologique des palourdes V. philippinarum exposées à des cultures d'algues toxiques Prorocentrum minimum et a provoqué l'atrophie et la dégénérescence d'ovules résiduels dans les follicules gonadiques et la dégénérescence hyaline des fibres musculaires, ce qui témoigne de l'effet synergique des deux facteurs de stress chez l'espèce hôte sur une courte période (Hégaret et al. 2009). Les cellules ou les exsudats in vitro de K. selliformis et de P. minimum sont nuisibles à P. olseni, chez qui ils causent des altérations morphologiques et une augmentation de la proportion de mortalité (da Silva et al. 2008, Hégaret et al. 2009). Dans l'ensemble, l'exposition initiale des palourdes infectées à P. olseni à certaines algues toxiques semble modifier les interactions entre le parasite et l'hôte en causant à la fois des effets sur l'hôte et sur le parasite, ce qui suggère la présence d'un effet antagoniste liée à certaines proliférations d'algues nuisibles qui, sur de longues périodes, empêchent la transmission et la prolifération du parasite (da Silva et al. 2008, Hégaret et al. 2009). Certaines proliférations d'algues nuisibles pourraient atténuer, plutôt qu'exacerber, les effets causés par le parasite (Carnegie 2011). Toutefois, ces effets dépendent de l'espèce d'algue toxique. Ainsi, Hégaret et al. (2012) rapportent que le dinoflagellé toxique Alexandrium ostenfeldii n'a pas provoqué de diminution significative de l'intensité de l'infection de P. olseni chez les palourdes ni de sa capacité d'enfouissement, de son indice de condition ou de l'activité des enzymes digestifs. Cependant, l'exposition de palourdes infectées à A. ostenfeldii a eu une incidence considérable sur l'histopathologie (augmentation des hémocytes en circulation, de la desquamation et de la diapédèse dans le tractus intestinal et les branchies) et a augmenté la production d'hémocytes et la la production des dérivés réactifs de l'oxygène (Hégaret et al. 2012).

Les palourdes Ruditapes decussatus et R. semidecussatus ont développé une réponse de défense à P. olseni (=atlanticus) consistant en une différenciation d'hémocytes granulaires recrutés à proximité du parasite et en une synthèse de novo du polypeptide p225 (Montes et al. 1996, Montes et al. 1997). Ordás et al. (2000) ont établi que les infections avancées chez la palourde R. decussatus avaient un effet mesurable sur des paramètres de défense, notamment l'activité antibactérienne et les titres d'agglutination (lectines) de l'hémolymphe. Kim et al. (2006) ainsi que Kang et al. (2006, 2008) ont également détecté la production de lectine chez la palourde V. philippinarum infectée à P. olseni en Corée du Sud. Par contre, da Silva et al. (2008) n'ont constaté qu'une faible incidence par P. olseni sur le système immunitaire de V. philippinarum en Bretagne (France) qui n'a pas entraîné la production de lectine. En Corée, la coloration par immunofluorescence (au moyen d'antisérum IgG polyclonal monospécifique de lapin) a révélé que la lectine de la palourde V. philippinarum se fixe à la surface des hypnospores de Perkinsus (Bulgakov et al. 2004). l'examen du mécanisme moléculaire à l'oeuvre dans les interactions entre l'hôte et l'agent pathogène chez la palourde R. decussatus contre P. olseni a mené à la détection de séquences génétiques différentiellement exprimées dans les hémocytes et les branchies des palourdes infectées (Prado-Alvarez et al. 2009)

Deux chélateurs du fer, la desferrioxamine et le 2,2'-bipyridyle, dont les propriétés de fixation sont différentes, ont été en mesure d'inhiber la prolifération de P. olseni (=atlanticus) in vitro, en fonction de la dose administrée. Cependant, il s'agissait d'un effet cytostatique qui pouvait être inversé en supprimant les chélateurs ou en ajoutant du fer, ce qui indique un degré élevé de vulnérabilité chez P. olseni à la privation de fer provoquée par les chélateurs (Elandalloussi et al. 2003). Lors des essais in vivo chez la palourde R. decussatus, seule la desferrioxamine s'est montrée efficace pour réduire les infections à P. olseni. On n'a pas observé de toxicité aiguë (mortalité) liée à ce chélateur chez les palourdes exemptes de Perkinsus (Elandalloussi et al. 2005a).

Après avoir examiné les méthodes épidémiologiques qui ont actuellement utilisées dans les études sur le terrain pour évaluer la présence de P. olseni chez les palourdes, Miossec et al. (2005) ont formulé des recommandations concernant une méthodologie de base pour réaliser des enquêtes épidémiologiques : définir clairement la population ciblée, déterminer la méthodologie d'échantillonnage (aussi probabiliste que possible), calculer la taille de l'échantillon selon les objectifs de l'enquête, évaluer les valeurs quantitatives de la sensibilité et de la spécificité de l'épreuve de dépistage utilisée et se servir d'autres outils pour bien caractériser (identifier) l'agent pathogène (Miossec et al. 2005).

Techniques de diagnostic

Observations générales

nbsp;: les palourdes infectées pourraient avoir des nodules ou des kystes blanchâtres sur la surface des branchies, la glande digestive et les tissus du manteau en raison de la réponse hémocytaire de la palourde aux espèces de Perkinsus.

Préparations humides

des corps sphériques avec des vacuoles excentrées (bague à chaton) dans les kystes des palourdes moribondes.

Histologie

nbsp;: la prolifération systémique d'hémocytes en réponse aux trophozoïtes immatures (=aplanospores) et matures (=« bague à chaton » ou aplanospore avec une grande vacuole excentrique qui déplace le noyau vers la périphérie de la cellule) et aux tomontes (=« rosette », sporange, schizonte ou cellules palintomiques). En comparaison avec Perkinsus marinus chez l'huître Crassostrea virginica, le parasite P. olseni (=atlanticus) chez les palourdes européennes peut avoir des trophozoïtes plus grands (30-40 µm de diamètre), mais le diamètre se situe généralement entre 3 et 15 µm; au Japon, le diamètre des trophozoïtes de Perkinsus chez V. philippinarum est compris entre 2 et 32,5 µm (12 à 15 µm en moyenne). Arzul et al. (2012) n'ont pas constaté de différence significative entre les tailles des cellules de P. olseni (9·1±2·8 μm, n=161) et de P. chesapeaki (9·8±2·9 μm, n=58) chez les palourdes en France. Dans la plupart des palourdes, l'infection est habituellement liée à l'infiltration de nombreux hémocytes des tissus environnants (Ordás et al. 2001a). Les lésions typiques sont des kystes granulomateux entourés d'une capsule d'hémocytes dans les tissus conjonctifs infiltrés par les hémocytes; ces kystes contiennent des cellules de Perkinsus souvent enrobés au sein d'une matrice éosinophile amorphe, apparemment secrétée par les hémocytes de la palourde (Arzul et al. 2012). À l'occasion, les cellules de Perkinsus sont présentes à l'intérieur des hémocytes granuleux; Sheppard et Phillips (2008) ont observé que la substance éosinophile qui entoure les trophozoïtes prend la forme d'une couronne rayonnante. Les lésions se produisent généralement dans les tissus conjonctifs des branchies et du système digestif et, moins souvent, dans les tissus conjonctifs des gonades, du manteau, des reins et du coeur (Dungan et Reece 2006).

Chez les myes M. arenaria légèrement infectées, Perkinsus est présent dans les lamelles branchiales, où il y est libre ou entouré d'hémocytes (qui forment souvent une capsule), qui semble entraîner la fusion de lamelles adjacentes. Parfois, les amas de trophozoïtes qui baignent dans la substance éosinophile amorphe et les débris de tissus forment des kystes (17,8 ± 7,9 µm, entre 8 et 44 µm) dans les branchies. Les trophozoïtes emprisonnés sont circulaires ou ovales (de 3,8 ± 1,4 µm de diamètre), mononucléaires et dotés d'une grande vacuole qui occupe la plus majeure partie de la cellule. Dans les myes M. arenaria infectées plus gravement, les kystes étaient plus nombreux et grands (47,6 ± 12,8 µm, entre 24 et 68 µm) et leur paroi amorphe externe se distingue davantage des tissus environnants. Dans les infections avancées, les cellules de Perkinsus prédominaient au sein de la structure interne des lamelles branchiales et du tissu conjonctif sous-épithélial. On a également observé des kystes dans le tissu conjonctif entre les tubules de la glande digestive, dans les gonades et les reins, souvent liés à de grandes lésions formées par des cellules de Perkinsus libres ou encapsulées et des hémocytes au sein d'une matrice éosinophile. Perkinsus se propage par schizogonie; les tomontes (diamètre de 7,9 ± 1,6 µm, entre 6 et 12 µm) contiennent jusqu'à 4 cellules filles (McLaughlin et Faisal 1998). Burreson et al. (2005) ont signalé que les réactions des hôtes aux infections de P. chesapeaki variaient considérablement d'une espèce de palourde ou de mye à l'autre (chez M. arenaria, T. plebeius et M. balthica). Ces trois espèces ont fait l'objet d'études histologiques et l'on a observé que la taille et la morphologie du parasite étaient différentes chez chacun des trois hôtes.

Souvent, l'examen histopathologique des palourdes ne permet pas de détecter autant de palourdes infectées que la culture en milieu RFTM (Rodríguez et Navas 1995, Almeida et al. 1999, Leethochavalit et al. 2004, Dungan et al. 2007b). À ce jour, on n'a pas été en mesure de déterminer des caractéristiques morphologiques bien définies qui permettent de distinguer les différentes espèces du genre Perkinsus détectées chez les palourdes et autres mollusques. Par ailleurs, la morphologie des trophozoïtes n'a pas de valeur taxonomique, car elle peut être influencée par l'hôte, le moment de l'année et la disponibilité des nutriments (Villalba et al. 2004).

Microscope électronique

nbsp;: Chagot et al. (1986) ainsi que Comps et Chagot (1987) ont donné une brève description et quelques images de l'ultrastructure de Perkinsus chez la palourde R. decussatus au Portugal; Sagristà et al. (1995, 1996) ont observé la réponse cellulaire de l'hôte et rendu compte en détail de la zoosporulation de Perkinsus chez la palourde V. philippinarum sur la côte méditerranéenne espagnole. On a également décrit la structure fine des stades biologiques de Perkinsus andrewsi multipliés par clonage in vitro (Coss et al. 2001a). Cependant, toutes les caractéristiques observées coïncidaient avec celles des autres espèces de Perkinsus décrites chez plusieurs espèces de mollusques.

Essai immunologique

nbsp;: un antisérum préparé contre Perkinsus marinus (anticorps polyclonaux, préparés par C.F. Dungan, Cooperative Oxford Laboratory, Oxford, MD, États-Unis) réagit (réaction croisée) avec des trophozoïtes de Perkinsus dans des coupes histologiques de la palourde V. philippinarum provenant du Japon (Maeno et al. 1999). Montes et al. (2002) ont eu recours à des techniques immunologiques pour localiser le principal composant protéinique de la paroi cellulaire de P. olseni (=atlanticus); ils ont déterminé qu'il y avait une réaction croisée entre les anticorps polyclonaux contre la protéine et Perkinsus marinus. On a utilisé l'immunoglobuline G de lapin anti-P. olseni, préparée par Park et al. (2010) et spécifique de tous les stades biologiques (prézoosporanges, trophozoïtes et zoospores), dans les épreuves d'immunofluorescence pour isoler les cellules de type prézoosporange présentes dans les sédiments marins recueillis sur la côte ouest de la Corée, où la mortalité de palourdes liée à P. olseni a été récurrente au cours de la dernière décennie. À ce jour, aucune épreuve diagnostique fondée sur des anticorps contre Perkinsus n'a été validée avec rigueur; les anticorps produits pourraient montrer une réactivité croisée avec les dinoflagellés (Villalba et al. 2004).

Sondes à ADN

nbsp;: on a séquencé les espaceurs transcrits internes (ITS1 et ITS2 ainsi que la région 5.8S), la petite sous-unité ribosomique (SSU ou 18S) et la grande sous-unité ribosomique, l'espaceur non transcrit du locus de l'ARN ribosomique et le gène codant l'actine de quelques isolats de Perkinsus chez plusieurs espèces de palourdes et d'autres bivalves. Les séquences des isolats provenant de plusieurs mollusques ont été comparées et la similarité des séquences a permis de proposer des cas de synonymie entre les différentes espèces. Par exemple, on n'a constaté que de légères différences (0,8 %) entre la région ITS des Perkinsus qui parasitent les palourdes et les coques et celle de Perkinsus olseni qui parasite Anadara trapezia (Goggin 1994). Selon Hamaguchi et al. (1998), cette séquence de l'espèce de Perkinsus chez la palourde V. philippinarum du Japon était presque identique (99,9 %) à celle observée par Goggin et Barker (1993) ainsi que Goggin (1994) dans des isolats de P. atlanticus, de P. olseni et d'autres espèces de Perkinsus. Casas et al. (2002a, b) ont aussi signalé que les séquences des espaceurs transcrits internes de 13 isolats de Perkinsus chez la palourde Ruditapes decussatus en Galice (nord-ouest de l'Espagne) coïncidaient en grande mesure avec les séquences équivalentes chez P. atlanticus, P. olseni, et d'autres espèces de Perkinsus qui parasitent Chama pacificus et A. trapezia. Cette synonymie est aussi soutenue par les travaux de Park et al. (2005) sur Perkinsus chez la palourde V. philippinarum en Corée ainsi que des travaux de Elandaloussi et al. (2009a, b) sur Perkinsus chez les palourdes (V. philippinarum et R. decussatus) dans les eaux espagnoles de la Méditerranée. Dans ces publications, les séquences génétiques des isolats de P. olseni (=atlanticus) étaient différentes de celles de P. marinus et de celles d'un amas formé de P. chesapeaki et de P. andrewsi. La synonymie de P. olseni et P. atlanticus, proposée par Murrell et al. (2002), est donc bien étayée sur le plan moléculaire.

Les séquences moléculaires ont aussi servi à identifier de nouvelles espèces. Par exemple, les séquences nucléotidiques (la région de l'espaceur transcrit interne de l'ADN ribosomique, les gènes codant l'actine et l'ARN de la grande sous-unité ribosomique) d'un des quatre isolats de Perkinsus provenant de la palourde V. philippinarum de la baie de Gokasho (Japon) qui était morphologiquement unique, se distinguaient de toutes celles des espèces de Perkinsus décrites; la nouvelle espèce a reçu le nom de Perkinsus honshuensis (les séquences des trois autres isolats coïncidaient avec celles décrites chez P. olseni) (Dungan et Reece 2006). Cependant, étant donné que les espèces Perkinsus n'ont habituellement pas d'hôte spécifique et que leur morphologie est semblable, L'identification des espèces à partir de différences dans les séquences de l'ARNr a suscité la controverse chez les scientifiques. Par exemple, P. chesapeaki et P. andrewi ont d'abord été décrits chez des bivalves différents de la baie de Chesapeake, mais on vient d'apprendre qu'ils seraient présents chez un ensemble semblable d'espèces hôtes. De plus, on sait désormais que les isolats provenant de ces espèces-hôtes présentent de nombreuses séquences polymorphiques dans le gène de l'ARNr; on trouve des séquences similaires dans les isolats identifiés en tant que P. chesapeaki et P. andrewsi (Dungan et al. 2002, Percher et al. 2004). Cette difficulté est amplifiée par la complication selon laquelle on ne dispose pas du même matériel type pour chaque espèce (P. chesapeaki est représenté par une lame histologique type, mais on ne dispose d'aucun isolat de culture in vitro de l'holotype, tandis que, pour P. andrewsi, on dispose d'une culture clonale de l'holotype, mais pas de lame histologique), ce qui rend difficile les comparaisons entre les deux espèces à partir du matériel original. Pour tenter de remédier à ce problème, Burreson et al. (2005) ont montré qu'il était impossible de différencier les deux parasites sur le plan moléculaire, morphologique et expérimental et qu'il s'agissait en fait d'une seule espèce. Toutefois, Pecher et al. (2008) ont retenu le nom scientifique P. andrewsi, car l'isolat de culture néohapantotype de P. chesapeaki présenté par Burreson et al. (2005) semblait morphologiquement identique à P. andrewsi. Ainsi, Pecher et al. (2008) ont signalé que l'isolat de culture néohapantotype pourrait ne pas être le P. chesapeaki décrit initialement; ils attendent des preuves supplémentaires venant confirmer la synonymie.

On a mis au point plusieurs épreuves de dépistage fondées sur la PCR propre au genre ou à l'espèce (Reece et al. 2001, Robledo et al. 2002, Casas et al. 2002a, Park et al. 2005). Par exemple : Hamaguchi et al. (1998) ont conçu une PCR pour le dépistage de Perkinsus sp. chez la palourde V. philippinarum au Japon; Elston et al. (2003) ont fait appel à l'hybridation in situ pour vérifier que le parasite chez les palourdes V. philippinarum en Corée était bien Perkinsus; Kotob et al. (1999a, b) ont utilisé l'analyse des séquences des régions ITS de deux isolats de Perkinsus provenant de la mye Mya arenaria pour avancer que les deux isolats correspondaient à deux espèces différentes de Perkinsus; Balseiro et al. (2010) ont établi une PCR par amorces incluses pour P. olseni afin d'améliorer l'essai de PCR décrit par Kotob et al. (1999b); aux États-Unis, Robledo et al. (1999), Cross et al. (2001b) ainsi que Percher et al. (2008) ont mis au point des épreuves de dépistage de PCR pour P. andrewsi; Moss et al. (2006) ainsi que Reece et al. (2008) ont mis au point les amorces propres aux espèces de P. olseni et de P. chesapeaki pour, respectivement, les essais de PCR et d'hybridation in situ, dont se sont servis Arzul et al. (2012) afin de détecter ces deux parasites chez des palourdes en provenance de France; Robledo et al. (2000) et De la Herrán et al. (2000) ont conçu une épreuve de dépistage de PCR pour P. olseni (=atlanticus) en provenance d'Espagne qui a été utilisée par Costa et al. (2012) pour détecter le parasite dans le sud du Portugal; Elandalloussi et al. (2004) ont mis au point un test PCR immuno-enzymatique (ELISA) pour amplifier la région de l'espaceur inter-génique (IGS) et détecter rapidement les espèces de Perkinsus (on a détecté par colorimétrie l'hybridation des produits amplifiés marqués à la digoxygénine, qui deviennent des sondes de capture propres aux espèces); quant à Abollo et al. (2006), ils ont mis au point une technique PCR de polymorphisme de longueur des fragments de restriction (RFLP-PCR) propre à l'espèce pour la région ITS de l'ARNr avec un seul enzyme (Rsa I) pour distinguer P. chesapeaki de P. marinus, et une combinaison de deux endonucléases (Rsa I et Hinf I) pour différencier P. olseni et P. mediterraneus. Arzul et al. (2009, 2012) ont eu recours à la PCR décrite par Casas et al. (2002a), et à des PCR qui ciblaient d'autres segments du génome (gènes codant l'ARN de la grande sous-unité ribosomique 'et l'actine-1) ainsi qu'au RFLP d'Abollo et al. (2006), puis au séquençage des produits pour identifier l'espèce de Perkinsus détectée chez les palourdes en France. Cependant, tel que mis en garde par Burreson (2000), il est nécessaire de poursuivre la recherche et de comparer les PCR aux techniques de diagnostic classiques avant de pouvoir recommander la PCR comme méthode privilégiée pour dépister la perkinsose. Par exemple, les amorces qui ciblent le l'espaceur non transcrit, une région qui présente une grande variabilité interspécifique, ont fait preuve d'une bonne spécificité à l'espèce (Coss et al. 2001b, Park et al. 2008). Toutefois, on n'a pas évalué globalement la variabilité intraspécifique dans la région de l'espaceur non transcrit, ce qui comporte un risque de faux négatifs en raison du polymorphisme au sein d'une même espèce si les amorces de la PCR ne se lient pas à la séquence ciblée de toutes les souches de l'espèce (Villalba et al. 2004). De plus, il est nécessaire de poursuivre la recherche pour déterminer quelles différences dans les séquences d'ADN sont toujours considérables et ont ainsi de l'importance pour identifier les espèces et quel est le lien entre ces séquences et les paramètres biologiques employés pour décrire des espèces très proches et les différencier. Cela est spécialement important si certaines espèces et/ou souches de Perkinsus s'avèrent non pathogènes pour certaines ou toutes les espèces-hôtes. Cependant, les données de séquence moléculaire jouent un rôle croissant dans l'identification des espèces de Perkinsus, ce qui nécessite des données de séquence d'ADN adéquates sur les locus ciblés d'une même espèce et des espèces apparentées provenant d'une zone géographique étendue, afin de mettre au point des outils de diagnostic moléculaire fiables, précis et sensibles (Villalba et al. 2004).

La technique LAMP d'amplification isotherme induite par boucle a été utilisée pour cibler la région de l'espaceur interne transcrit 2 (ITS2) conservé du gène de l'ARN de la petite sous-unité ribosomique des espèces Perkinsus (Feng et al. 2013). Bien qu'il semble que cet essai LAMP ait été validé au moyen d'échantillons de palourdes prélevés dans les zones côtières de la Chine orientale, connues pour être infectées par Perkinsus olseni, Feng et al. (2013) ont également affirmé avoir détecté P. marinus sur des huîtres importées d'Australie où la présence du parasite n'est pas attestée d'après le Manuel des tests de diagnostic pour les animaux aquatiques de l'Organisation mondiale de la santé animale (OIE) 2013 et la « National List of Reportable Diseases of Aquatic Animals 2011 australienne » (Liste nationale des maladies d'animaux aquatiques à déclaration obligatoire). d'autres composantes du génome des espèces de Perkinsus chez les palourdes ont été décrites, mais à ce jour aucune n'a permis de mettre au point des épreuves de diagnostic (Ascenso et al. 2009, Pardo et al. 2011, Zhang et al. 2011, Marques et al. 2012).

Culture

examiner des tissus placés dans un milieu liquide au thioglycollate pendant environ 7 jours et colorés au Lugol pour mettre en évidence des prézoosporanges (hypnospores), allant jusqu'à 250 µm de diamètre (RFTM, consulter Ray (1966) pour en savoir plus sur cette technique et Nickens et al. (2002) pour une formulation alternative). Bien que ce ne soit pas à proprement parler un bouillon de culture, cette procédure est utilisée dans le diagnostic de nombreuses espèces de Perkinsus, mais elle peut aussi détecter d'autres organismes (Villalba et al. 2004). Ces cultures ne peuvent donc pas servir à distinguer les différentes espèces de Perkinsus (Elandaloussi et al. 2008). Le diamètre habituel des prézoosporanges de Perkinsus après incubation dans un milieu liquide au thioglycollate serait de 30 à 40 µm chez R. decussatus en provenance du Portugal (Azevado 1989) et de 25 à 75 µm chez P. undulata en provenance de la Thaïlande (Leethochavalit et al. 2004). On rapporte 46 %, 22 % et 13 % de faux négatifs dans les épreuves diagnostiques au moyen de la culture en milieu RFTM (=diagnostic au thioglycollate, Rodriguez et Navas 1995) chez les palourdes infectées (R. decussatus et V. philippinarum en Espagne) à partir, respectivement, de l'hémolymphe, les branchies et le restant du corps. Cependant, selon Villalba et al. (2005), l'examen des deux lamelles branchiales de la palourde R. decussatus après leur culture en milieu RFTM s'avérait plus sensible, rapide et économique que l'examen des coupes histologiques. Même si l'examen des tissus mous d'une palourde entière après incubation en milieu RFTM permettait de détecter des infections très légères, la corrélation de l'intensité de l'infection estimée par les deux épreuves (à partir des tissus mous d'une palourde entière et des deux lamelles branchiales) était forte (Villalba et al. 2005). Pour Perkinsus chez la mye M. arenaria, la culture en milieu RFTM des tissus des branchies et des palpes serait plus sensible que les épreuves à partir de tissu du rectum ou de l'hémolymphe dans le cas des infections légères, et également plus sensible que les examens histologiques. Toutefois, on recommande l'utilisation de tissus des branchies et du rectum pour la technique RFTM (McLaughlin et Faisal 1999). Dans le cas de P. chesapeaki, Bushek et al. ont signalé que la capacité de détection entre les épreuves fondées sur la technique en milieu RFTM et la PCR dépend de la qualité et du type de tissus traités plutôt que de la sensibilité proprement dite. De leur avis, il faut faire preuve de prudence lorsqu'on applique ces épreuves de dépistage de nouvelles espèces et interprète les résultats.

Moore et al. (2002) ont déterminé que les trophozoïtes de P. olseni chez A. trapezia rendus inviables au moyen de formol, d'irradiation ou de colchicine n'ont pas gonflé en milieu liquide au thioglycollate et n'ont pas colorés de façon différentielle lors de l'utilisation de Lugol. Cependant, les trophozoïtes ayant déjà atteint le stade de prézoosporanges en milieu FTM et ultérieurement rendus inactifs par congélation, éthanol ou formol ont retenu leurs propriétés iodophiles et peuvent servir de témoin partiel pour le test en milieu RFTM. Choi et Park (1997) ont décrit une méthode pour déterminer le nombre de Perkinsus chez la palourde V. philippinarum en procédant à la digestion de tissus des palourdes en milieu liquide au thioglycollate dans de l'hydroxyde de sodium (2M NaOH) pour ensuite laver (par centrifugation) et dénombrer un sous-échantillon, coloré au Lugol, au moyen d'un haematocytomètre. Park et al. (2006b) a appliqué cette méthode au tissu branchial de la palourde V. philippinarum pour estimer l'intensité de l'infection de chaque palourde. Almeida et al. (1999) ont aussi déterminé que la lyse dans 2M NaOH à 60 °C pendant 1 à 3 heures après une incubation de palourdes entières hachées ou homogénéisées en milieu liquide au thioglycollate pendant 4 jours, suivie d'une centrifugation pour éliminer le NaOH surnageant et d'une coloration au Lugol constituent une procédure quantitative de diagnostic. Cette procédure s'est avérée plus sensible que l'histologie pour détecter des niveaux très faibles d'infection (Almeida et al. 1999). d'autres chercheurs ont eu recours à cette procédure, légèrement modifiée (incubation en milieu liquide au thioglycollate suivie d'une digestion de tissus au moyen de 2M NaOH et de coloration au Lugol), pour déterminer la charge corporelle ou l'intensité de l'infection de Perkinsus chez les palourdes (Leite et al. 2004, Yoshinaga et al. 2010, Yang et al. 2012, Dang et al. 2013).

Afin de garantir les conditions optimales pour la zoosporulation de prézoosporanges, on lave les échantillons pour éliminer les restes de milieu liquide au thioglycollate, on les incube dans de l'eau de mer dont la température, la salinité et le pH se situent respectivement entre 24 et 28 °C, entre 25 et 35 parties par milliers (ppm) et entre 7 et 8. Ahn et Kim (2001) ont déterminé que la température et la salinité avaient des effets considérables sur la zoosporulation de Perkinsus sp. chez les palourdes V. philippinarum en Corée. Les prézoosporanges isolées à partir de palourdes durant l'hiver ont sporulé et libéré des zoospores mobiles à 10 °C de température et à 5 ppm de salinité, mais les prézoosporanges isolées pendant l'été n'ont pas sporulé à 10 °C et à de faibles salinités (10 ppm ou moins) et ont eu une incidence négative considérable sur le développement. On a observé des particules semblables à des virus dans les cellules de type trophozoïte isolées dans le tissu branchial de palourdes R. decussatus qui avaient été incubées en milieu liquide au thioglycollate (Azevedo 1990).

On a constaté que Perkinsus olseni (= atlanticus) isolé dans l'hémolymphe du muscle adducteur de la palourde R. decussatus et multiplié in vitro pouvait s'adapter à tout un éventail de milieux de culture, de conditions de salinité (tolérance entre 15 ppm et 40 ppm) et de température (avec des extrêmes de 5 °C et 37 °C, et une gamme optimale de 16 °C à 26 °C); la densité d'inoculum n'avait pas d'incidence sur les concentrations de cellules obtenues (Ordás et Figueras 1998). Robledo et al. (2002) ont développé une culture clonale in vitro de ce parasite. On a eu recours au milieu de culture décrit par Robledo et al. (2002) pour étudier l'influence de certaines drogues sur la prolifération et les voies métaboliques de P. olseni (Elandalloussi et al. 2005a, b). Perkinsus sp. dans l'hémolymphe de M. balthica peut aussi proliférer dans un milieu nutritif, tout comme P. marinus chez l'huître Crassostrea virginica (Coss et al. 2001a, Arzul et al. 2009). La Peyere et al. (2006) ont découvert un autre milieu nutritif dont ils se sont servi pour déterminer les effets de la salinité sur la viabilité, l'activité métabolique et la prolifération de P. marinus, de P. olseni et de P. chesapeaki. La Peyre et al. (2008) ont déterminé que, in vitro, l'activité métabolique et la prolifération de P. olseni déclinaient entre 28 °C et 15 °C; le parasite était viable après 30 jours d'incubation à 4 °C, mais l'activité métabolique diminuait et la prolifération cessait. Casas et al. (2002b) ont signalé que la fréquence de la zoosporulation était faible (<1 % des cellules en division) dans les cultures en continu de P. olseni (=atlanticus) isolé à partir de la palourde Ruditapes (=Tapes) decussatus. De plus, les cellules cultivées grossissaient en milieu liquide au thioglycollate et se coloraient d'une teinte bleu-noir au Lugol, ce qui est caractéristique de ce parasite chez les palourdes infectées. Par ailleurs, Burreson et al.(2005) ont obtenu des isolats in vitro de Perkinsus sp. à partir de prézoosporanges produites en milieu liquide au thioglycollate. Ils ont signalé que P. chesapeaki se multipliait aussi bien par schizogonie (divisions internes multiples des trophozoïtes ayant grossit jusqu'à 15 µm de diamètre pour produire des amas de trophozoïtes soeurs englobant la biomasse de la cellule mère, environ 75 % des cellules qui se divisent) et par zoosporulation (série de divisions réductionnelles qui produit des centaines de zoospores mobiles au sein d'un zoosporange d'entre 25 et 85 µm de diamètre, environ 25 % des cellules qui se divisent). Les zoospores libérées dans le milieu de culture sont restées mobiles pendant environ 24 heures pour ensuite perdre leur flagelle et croître jusqu'à former un trophozoïte typique (d'environ 9 µm de diamètre et muni d'une vacuole de morphologie en « bague à chaton » et d'un noyau excentrique qui présente un nucléole proéminent), qui à son tour se multiplie par schizogonie ou zoosporulation (Burreson et al. 2005). Dungan et Reece (2006) ont également utilisé la même procédure et le même milieu de culture que Burreson et al. (2005) pour obtenir des isolats de Perkinsus spp. chez la palourde V. philippinarum au Japon. Arzul et al. (2012) ont signalé des différences de taille chez les stades in vitro de P. olseni et de P. chesapeaki cultivés dans des conditions identiques; ce dernier parasite serait plus grand, en particulier les tomonts (schizontes) et les zoosporanges. Les marqueurs microsatellitaires identifiés dans les cultures clonales de P. olseni d'isolats de laboratoire obtenus à partir de spécimens infectés de palourdes R. decussatus (d'Espagne), V. philippinarum (d'Espagne et du Japon) et de la coque Austrovenus stutchburyi (de la Nouvelle-Zélande) montrent que 1) les P. olseni in vitro sont des cellules diploïdes et que 2) l'on peu avoir des infections multiples chez un même hôte (Pardo et al. 2011). l'American Type Culture Collection (ATCC, Rockville, Maryland, États-Unis, www.atcc.org) conserve des isolats cryoconservés de Perkinsus.

Note : Balseiro et al. (2010) ont comparé trois techniques de diagnostic pour détecter P. olseni chez plusieurs espèces de palourdes en Galice (Espagne). Ils ont déterminé que la PCR par amorces incluses était indiquée pour une évaluation rapide d'un nombre élevé de palourdes. Cette technique se distinguait par sa sensibilité élevée, la bonne corrélation entre les différents groupes de recherche, sa rapidité (comparée à celle de l'histopathologie et de la culture en RFTM) et son coût avantageux, par rapport à celui de l'histopathologie. De plus, la PCR par amorces incluses ne requiert pas de techniciens aussi spécialisés que pour l'histologie. Bien que la technique en milieu RFTM manque de spécificité analytique et affiche des résultats divergents d'un groupe de recherche à l'autre, notamment lorsque les niveaux d'infection sont faibles, il s'agit d'une technique utile à des fins de surveillance des maladies.

Méthodes de lutte antiparasitaire

On ne connaît aucune méthode de prévention dans les zones d'enzootie. Les régions du monde où la présence d'espèces de Perkinsus n'a pas été détectée (p. ex., côte Pacifique de l'Amérique du Nord et l'Amérique centrale) doivent faire preuve de diligence lors de la sélection d'un naissain provenant de régions enzootiques qui sera importé aux fins d'élevage (Elston et al. 2003). Park et al. (2010) ont constaté que les matières fécales (les fèces et les pseudofèces) et la décomposition des tissus de palourdes infectées pourraient constituer les deux principales voies de transmission de P. olseni. Dans le bassin d'Arcachon, en France, les cas d'infection à P. olseni chez la palourde V. philippinarum semblaient être de nature épisodique à l'intérieur de zones définies (Dang et al. 2010). Dans le cadre de la gestion de la perkinsose, il ne faut pas oublier que, du moins en ce qui concerne P. olseni (=atlanticus) en Espagne, la zoosporulation peut avoir lieu à l'intérieur d'un large éventail de températures (entre 15 °C et 32 °C) et de salinités (entre 10 ppm et 35 ppm) – les valeurs optimales se situent toutefois entre 19 et 28 °C, et entre 25 et 35 ppm, respectivement. Les prézoosporanges peuvent survivre jusqu'à 129 jours à 10 °C, et les zoospores, plus de 20 jours à de différentes températures entre 10 °C et 28 °C (Villalba et al. 2000). Selon Gogin et al. (1990), les trophozoïtes de Perkinsus dans les tissus de Anadara trapezia survivent jusqu'à 197 jours à -60 °C. Cigarría et al. (1997) ont indiqué qu'afin de réduire au minimum la mortalité des palourdes il fallait : éviter les conditions stressantes comme les densités élevées, le stress lors de la récolte ou le surpeuplement dans les usines de dépuration pendant les mois les plus chauds (température de l'eau au-dessus de 20 °C; apparemment les températures au-dessous de 15 °C préviennent la prolifération de Perkinsus chez la palourde T. decussatus); mettre en oeuvre deux mesures prophylactiques, à savoir éliminer les groupes avec des palourdes infectées et semer des juvéniles de palourdes (naissain) non parasités dans les zones d'élevage.

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Citation

Bower, S.M. (2013) : Sommaire des maladies infectieuses et des parasites des mollusques et crustacés exploités commercialement : Perkinsus (perkinsose) des palourdes et des coques.

Date de la dernière révision  : Décembre 2013
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