Bonamia ostreae de l'huître

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Catégorie

Catégorie 2 (au Canada et d'intérêt régional)

Noms courants et généralement admis de l'organisme ou de l'agent pathogène

Maladie microcellulaire, Bonamiose, Bonamiosis, Maladie hémocytaire de l'huître plate, parasitose hémolytique

Nom scientifique ou classification taxonomique

Bonamia ostreae (Pichot et al. 1980). Hill et al. (2010a) ont indiqué que la variabilité génétique entre différents « isolats » de B. ostreae est considérée comme limitée et qu'aucune souche de B. ostreae n'est actuellement identifiée. Les résultats des études ultrastructurales initiales indiquent que ce protiste était affilié à l'Haplosporidia, malgré l'absence d'une étape de formation de spores (Bonami et al. 1985; Brehélin et al. 1982). Cette affiliation taxonomique a ensuite été confirmée par analyse de l'ADN (Carnegie et al. 2000b; Reece et al. 2004; López-Flores et al. 2007, Hill et al. 2010a, Hartikainen et al. 2014). Engelsma et al. (2014) ont indiqué que le genre Bonamia représente un clade dérivé du phylum Haplosporidia dont les membres ont généralement adopté (1) des cycles de vie basés sur la transmission directe d'huîtres à des huîtres de formes amiboïdes uninucléées et (2) une infection intracellulaire des hémocytes d'huître formes cellulaires. Les espèces connexes comprennent Bonamia exitiosa, un agent pathogène des huîtres de dragage de la Nouvelle-Zélande Ostrea chilensis, Bonamia (=Mikrocytos) roughleyi, un agent pathogène des huîtres de roche de Sydney Saccostrea glomerata, Bonamia perspora, un parasite de l'huître crête de coq ou de l'huître pied de cheval Ostreola equestris, et d'autres Bonamia spp. non identifiés provenant de diverses espèces d'huîtres que l'on trouve dans des sites éloignés.

Répartition géographique

Europe occidentale, le long de la côte d'Espagne au Pays-Bas, Irlande et Royaume-Uni (Angleterre: Cornwall et Îles de Scilly, Devon, Dorset, Somerset, Essex, Hampshire et Isle of Wight, Kent, West Sussex, Pays de Galles: South West Wales, Écosse: Highlands and Islands (Engelsma et Hine 2009b, Laing et al., 2014)). ICES (2004, page 16) a indiqué que B. ostreae a également été détecté au Danemark). Bonamis ostreae a été signalé pour la première fois au Maroc (province de Laayoune) en 2005 (Culloty et Mulcahy 2007). Il a été détecté dans des échantillons archivés (en 1990) de Ostrea edulis du golfe Manfredonia (mer Adriatique) en Italie, et de nouveau détecté avec Bonamia exitiosa dans quelques (3 sur 750) O. edulis collectées en 2007 (Narcisi et al. 2010). Des infections concomitantes avec B. exitiosa se produisent également en Galice, dans le nord-ouest de l'Espagne (Ramilo et al., 2014). Les premiers signalements venaient des côtes ouest (Californie et Washington) et est (Maine) des États-Unis. En Californie, au milieu des années 1960, Katkansky et Manzer (1967) ont signalé des taux élevés de mortalité et d'infections des microcellules chez des Ostrea edulis rapportées de Milford, Connecticut, quelques années plus tôt. (Il est important de souligner qu'un échantillon archivé d'O. edulis infectée provenant de Milford, dont l'agent pathogène avait initialement été identifié comme étant B. ostreae par Farley et al. (1988) au moyen de l'histologie et la microscopie électronique, a par la suite été identifié comme étant B. exitiosa par Hill et al. (2014) au moyen de l'analyse moléculaire. Bonamia sp., qui est étroitement apparenté à Bonamia exitiosa, a aussi été détecté chez des O. edulis en Californie [Hill et al. 2014]). Dans les États de Washington et du Maine, le taux de contamination est relativement faible et les épidémies sont rares. Il y a lieu de penser que Bonamia ostreae a été introduit par inadvertance dans le Maine, à Washington et en Europe à partir de la Californie, par le déplacement de spécimens de Ostrea edulis infectés à la fin des années 1970 (Elston et al. 1986; Friedman et Perkins 1994; Cigarría et Elston 1997, Saulnier et al. 2007). L'introduction et la propagation de B. ostreae en Europe ont principalement été liées aux transferts des mollusques (Peeler et al. 2010), directement ou par l'intermédiaire d'autres moyens anthropiques comme les salissures des coques (Howard 1994; Culloty et Mulcahy 2007; Engelsma et al. 2014). À l'automne de 2004, ce parasite a été détecté pour la première fois chez des O. edulis élevées en Colombie-Britannique, au Canada (Marty et al. 2006).

Espèces hôtes

Décrit à l'origine à partir de Ostrea edulis, selon Hill et al. (2014), B. ostreae n'a été détecté que chez O. edulis. Cependant, B. osreae a été trouvé chez Crassostrea ariakensis (= rivularis) par histologie et microscopie électronique et identité confirmée par séquençage d'ADN (Cochennec et al., 1998, Audemard et al., 2005, Engelsma et Hine 2009b, Engelsma et al., 2014). Ce parasite a également été signalé mais non confirmé (c'est-à-dire, des espèces hôtes pour lesquelles des données incomplètes ou imprécises empêchent une conclusion claire) de aussi connu pour infecter les espèces Ostrea angasi, Ostrea chilensis, (=Tiostrea chilensis, =Tiostrea lutaria, =Ostrea lutaria) (Grizel et al. 1982), Ostrea angasi (Bougrier et al. 1986), Ostrea puelchana (Pascual et al. 1991), Ostrea denselamellosa; Carnegie et Cochennec-Laureau 2004) et Crassostrea angulata (Katkansky et al. 1969). La confirmation de l'identité de l'espèce est requise car on sait maintenant que Bonamia exitiosa chevauche la répartition de B. ostreae sur la côte de l'Europe (Engelsma et al., 2014). L'huître creuse du Pacifique Crassostrea gigas (Renault et al 1995; Cao et al. 2009; Lynch et al. 2010), les moules Mytilus edulis et Mytilus galloprovincialis, et les palourdes Ruditapes decussatus et Venerupis (= Ruditapes) philippinarum ne pouvaient être ni naturellement ni expérimentalement infectées, et ces bivalves ne semblent pas agir comme vecteurs ni hôtes intermédiaires pour le parasite (Culloty et al. 1999). Toutefois, l'huître C. gigas peut agir comme un hôte porteur ou réservoir de B. ostreae, comme l'ont indiqué Lynch et al. (2010) qui ont signalé la détection d'un signal positif de réaction en chaîne de la polymérase (PCR) et observé quelques cellules identiques à B. ostreae dans des hémocytes et au niveau extracellulaire sur deux C. gigas. Des microcellules trouvées dans les cellules des tissus conjonctifs vésiculaires de Ostrea conchaphila (=Ostrea lurida) de l'Oregon, aux États-Unis, avaient dans un premier temps été considérées comme B. ostreae (Farley et al. 1988). Toutefois, Elston (1990) a indiqué que, bien que des expériences donnent à penser que des O. conchaphila peuvent contracter la maladie, l'infection n'a pas été positivement démontrée, et (Arzul et al. (2005a) n'ont pas réussi à infecter des O. conchaphila après les avoir fait cohabiter avec des O. edulis malades pendant 11 mois.

Impact sur les hôtes

Thebault et al. (2003) ont répertorié et appliqué 24 critères épidémiologiques et expérimentaux dans le but de démontrer que B. ostreae était l'agent infectieux responsable de mortalités massives des O. edulis. Bonamia ostreae, en conjonction avec les précédentes épizooties causées par Martelia refringens, a provoqué une chute brutale de la production française des O. edulis, de 20 000 tonnes par an dans les années 1970 à 1 800 tonnes en 1995 (Boudry et al.1996; Arzul et al. 2005b; 2006). Bonamia ostreae a également eu d'importants effets négatifs sur la production de O. edulis dans l'ensemble de son circuit de distribution en Europe (Tigé et al. 1981, 1982; Grizel 1983; Culloty et Mulcahy 2007). Bien que de nombreuses huîtres infectées semblent normales, d'autres peuvent présenter une décoloration jaunâtre et/ou des lésions importantes (c.-à-d. des ulcères perforés) dans les tissus conjonctifs des branchies, du manteau et de la glande digestive. Il existe vraisemblablement un lien entre, d'une part, la pathologie, et d'autre part, la destruction des hémocytes et la diapédèse liée à la prolifération de B. ostreae (Balouet et al. 1983; Berthe 2004). La transmission de l'infection entre les huîtres est directe, sans qu'il existe obligatoirement d'hôte intermédiaire (Tigé et al. 1982; Tigé et Grizel 1982; Poder et al. 1983; Hervio et al. 1995; Culloty et al. 1999), et cela a été démontré expérimentalement sur le terrain ainsi que par la cohabitation et l'injection en laboratoire (Bachère et al. 1986; Lallias et al. 2008). Cependant, l'implication possible d'un hôte porteur/réservoir ne doit pas être exclue (Lynch et al. 2006, 2010). Lorsque des macroinvertébrés benthiques et le zooplancton venant d'une zone endémique de B. ostreae ont été soumis à des essais pour déterminer la présence de l'ADN du parasite à l'aide d'une réaction de polymérisation en chaîne (PCR), 8 échantillons de macroinvertébrés benthiques et 19 échantillons de zooplancton regroupés ont donné des résultats positifs, et en laboratoire, la transmission de B. ostreae a été effectuée sur deux O. edulis naïves cohabitant en laboratoire avec les ophiures Ophiothrix fragilis (Lynch et al. 2007). Bien que ces résultats positifs avec d'autres hôtes révèlent des signes de parasitisme, il est tout aussi plausible que les animaux aient été uniquement associés de manière fortuite à B.ostreae ou aient consommé des huîtres infectées (Culloty et Mulcahy 2008).

Au sein de l'huître hôte, B. ostreae prolifère par mitose dans les cellules épithéliales branchiales et les hémocytes (Montes et al., 1994). Il a été démontré qu'il résultait de l'infection une augmentation du nombre de tissus infiltrant les hémocytes (réaction granulocytaire) (Balouet et Poder 1985; Cochennec-Laureau et al. 2003). Bien que certaines huîtres plates meurent d'infections bénignes, d'autres succombent à des infections beaucoup plus graves. Les huîtres les plus gravement infectées ont tendance à être en plus mauvais état que celles qui ne le sont pas. Dans une étude, la présence de Bonamia était plutôt liée à la taille qu'à l'âge des O. edulis, et le niveau d'infection était statistiquement indépendant du stade de développement gonadique (Cáceres-Martínez et al. 1995). Dans une autre étude, la prévalence était plus élevée chez les plus grandes huîtres au printemps, et diminuait de façon disproportionnée en automne, probablement en raison de la mortalité élevée des grandes huîtres avant l'automne. Cela permet de déduire que la prévalence varie selon l'âge des huîtres (Engelsma et al. 2010). Cependant, Robert et al. (1991) et Culloty et Mulchy (1996) ont constaté que deux ans semble être l'âge critique pour le développement de la maladie des O. edulis, respectivement dans le bassin d'Arcachon, en France, et sur la côte du sud d'Irlande. Néanmoins, les O. edulis de moins de 1 an et de plus de 1 an sont vulnérables à l'infection et peuvent développer une prévalence et une intensité d'infection élevées sur une période de six mois avec des mortalités associées (Lynch et al. 2005a, b; Lallias et al. 2008). Arzul et al. (2011) ont démontré que les larves des O. edulis peuvent être infectées par B. ostreae dans l'épithélium entourant leurs cavités viscérales alors qu'elles sont encore dans la cavité palléale des huîtres mères infectées. Les larves pourraient ainsi contribuer à la propagation du parasite au cours de leur stade planctonique. Certaines études ont signalé un profil saisonnier de prévalence et de mortalité, dans lequel les plus hauts niveaux étaient observés dans la période située entre l'automne et l'hiver (Montes 1990; Van Banning 1991; Culloty et Mulcahy 1996, Laing et al. 2014).). En France, la transmission s'est produite tout au long de l'année, mais les taux d'infection semblaient plus faibles de juillet à novembre (15 % de prévalence contre 50 % de prévalence de mars à juin) (Tigé et Grizel 1982). De même, dans les eaux du lac Grevelingen aux Pays-Bas et en Irlande (Clew Bay, Lough Foyle et Cork Harbour), B.ostreae a été détecté chez des huîtres plates tout au long de l'année, avec une prévalence plus élevée au printemps qu'en automne (Engelsma et al. (2010), Flannery et al. (2014a), and Lynch et al. (2014),). L'infection n'a épargné ni les huîtres mâles ni les femelles (Culloty et Mulchy 1996).

Des essais in vitro ont servi à déterminer que les hémocytes des C. gigas étaient capables de mieux s'accommoder des B. ostreae que ceux des O. Edulis (Fisher 1988). Cette différence dans la capacité des hémocytes à accommoder le parasite et l'incapacité apparente des hémocytes de O. edulis à digérer les parasites une fois qu'ils sont ingérés (Balouet et al. 1983; Chagot et al. 1989; Hervio et al. 1989; Chagot et al. 1992; Xue et Renault 2000) peuvent être des facteurs en rapport avec les différences de sensibilité à l'infection et au développement de la maladie chez les deux espèces d'huîtres. De plus, des différences significatives associées à la numération hématocytaire totale et différentielle et à l'explosion respiratoire entre O. edulis et C. gigas pourraient être liées aux différences de susceptibilité à la bonamiose entre les deux espèces (Comesaña et al., 2012). Cochennec-Laureau et al. (2003) ont indiqué que la proportion des granulocytes (hémocytes granuleux) chez les O. edulis diminuait avec l'infection, peut-être parce que ces cellules étant détruites ou dépourvues de granules par des B. ostreae, ce qui indique que les hyalinocytes (hémocytes agranulaires) peuvent être impliqués dans la survie et/ou le développement du parasite. Da Silva et al. (2008) ont également découvert une corrélation similaire et soutenu l'hypothèse qu'un pourcentage élevé de granulocytes et un faible pourcentage d'hyalinocytes dans un stock de O. edulis renforcerait la capacité immunitaire des huîtres et, par conséquent, contribuerait à réduire leur vulnérabilité à la maladie et à prolonger leur durée de vie. Parallèlement, Comesaña et al. (2012) ont noté des changements considérables dans le nombre total et différentiel des hémocytes ainsi que dans la stimulation du métabolisme oxydatif chez les O. edulis associés aux infections par B. ostreae. Cronin et al. (2001) ont découvert une corrélation négligeable entre la concentration de protéines de l'hémolymphe et les niveaux de lysozyme, et l'infection des O. edulis par B. ostreae. Dans le but de comprendre la base moléculaire de la réaction immunitaire d'O. edulis à la bonamiose, Martín-Gómez et al. (2012) ont utilisé une combinaison de méthodes d'hybridation soustractive suppressive (HSS) et de réaction en chaîne de la polymérase quantitative (qPCR) pour déterminer les gènes intervenant dans le développement de réponses à l'infection, tant aux premiers stades qu'aux stades avancés de la maladie causée par B. ostrea ou Bonamia exitiosae. Ils ont déterminé que l'expression de certains gènes liés à la transduction des signaux, au stress oxydatif, à la chaperonine et à la synthèse ou l'inflammation du leucotriène dans les hémocytes des O. edulis a changé à la suite de la bonamiose (Martín-Gómez et al. 2012). À partir des résultats d'expériences in vitro, Morga et al. (2009) ont conclu que B. ostreae contribuait activement à la modification des activités des hémocytes (diminution des activités non spécifiques d'estérase et production d'espèces réactives de l'oxygène) afin d'assurer sa propre survie intracellulaire. Essentiellement, le parasite est en mesure de diminuer la capacité métabolique destructive des hémocytes même si les huîtres infectées, plus particulièrement leurs hémocytes, développent des mécanismes pour annihiler le parasite (Engelsma et al. 2014). Hervio et al. (1991) ont détecté une phosphatase acide dans les organites membranaires, appelés « corps denses », de B. ostreae, qui pourrait servir à recouvrir et protéger la membrane plasmique et qui, de cette façon, pourrait contribuer à la survie intracellulaire du parasite (Engelsma et al. 2014). De plus, la protéine du choc thermique 90 (HSP90) cytosolique de B. ostreae pourrait jouer un rôle dans l'invasion des hémocytes (Prado-Alvarez et al. 2013).

Des analyses des locus de caractères quantitatifs (QTL) utilisant une stratégie de dépistage en deux étapes et des méthodes de cartographie d'intervalle ont été utilisées pour détecter la résistance à B. ostreae dans une famille de O. edulis dérivée d'un croisement entre une huître sauvage et un individu d'une famille choisie pour sa résistance à la bonamiose (Lallias et al. 2009). Adoptant une approche protéomique, Cao et al. (2009) ont envisagé l'application de l'électrophorèse bidimensionnelle à l'analyse des protéines de l'hémolymphe pour comprendre l'interaction entre les huîtres et B. ostreae et trouver les bases de tolérance ou de résistance à bonamiose. Morga et al. (2010) ont étudié la réponse des hémocytes des O. edulis à B. ostreae au niveau des transcriptomes sur la base de l'utilisation d'essais PCR en temps réel et ont suggéré d'utiliser une combinaison de glycéraldéhyde 3-phosphate-déshydrogénase (GAPDH) et un facteur d'élongation 1 alpha (EF1-α) en tant que gènes de référence (pour lesquels ils ont caractérisé le gène nef complet au moyen de l'examen des niveaux d'expression des gènes domestiques dans les hémocytes des O. edulis. Morga et al. (2011) ont également utilisé l'hybridation soustractive suppressive (HSS) pour identifier cinq gènes d'huîtres (oméga du glutathion transférase [OGST], superoxyde dismutase [SOD], inhibiteur tissulaire des métalloprotéinases [TIMP], galectine, facteur régulateur d'interféron [gènes de type IRF] et gène filamine) avec une expression accrue dans des hémocytes infectés par B. ostreae. Les séquences EST d'intérêt comprennent des gènes impliqués dans le cytosquelette, la chaîne respiratoire, les récepteurs de la membrane de détoxification et le système immunitaire. Morga et al. (2012) ont aussi permis de mieux comprendre le fondement moléculaire lié à la résistance des O. edulis à une infection par B. ostreae.

Techniques de diagnostic

L'histologie est habituellement la technique recommandée pour effectuer une surveillance dans les régions seulement touchées par B. ostreae. Les méthodes recommandées pour le diagnostic de présomption de l'infection par B. ostreae sont, pour des raisons de disponibilité, la spécificité et la vulnérabilité utilitaire et diagnostique, les empreintes tissulaires et une PCR. En ce qui concerne le diagnostic de confirmation, la microscopie électronique de transmission (dans certains cas) et le séquençage génétique sont recommandés (Engelsma et Hine 2009a). Engelsma et al. (2014) ont présenté un résumé et une discussion sur les différentes techniques de diagnostic pour détecter Bonamia spp.

Observations générales

La bonamiose est parfois accompagnée d'une décoloration jaune et d'importantes lésions sur les branchies et le manteau des O.edulis infectées par B. ostreae. Toutefois, la plupart des huîtres infectées semblent normales (Arzul et Joly 2011).

Empreintes tissulaires (« Frottis de cœur »)

Préparer des frottis d'empreinte fixés dans de l'acétone- (ou du méthanol) à partir de tissu des branchies ou du cœur (de préférence du ventricule, car les oreillettes contiennent beaucoup de cellules séreuses qui rendent la détection du parasite difficile). Appliquer une coloration Wright, Wright-Giemsa, May-Grunwald-Giemsa ou une coloration équivalente (p. ex. Hemacolor, Merck; Diff-QuiK, Baxter). Détecter la présence d'organismes sphériques ou ovoïdes de 2 à 5 µm avec un noyau central à l'intérieur ou à l'extérieur des hémocytes (Moore 2006, Arzul et Joly 2011). (Remarque : cette méthode grossit les organismes, comparativement aux préparations fraîches ou histologiques). Cette méthode détectera également la présence de B. ostreae dans le cœur d'huîtres congelées et stockées à une température de -20 °C pendant au moins quatre ans, puis maintenues à 4 °C pendant plusieurs heures avant l'essai. O'Neill et al. (1998) ont recommandé l'utilisation de frottis cardiaques composés de tissus du ventricule avec des frottis d'hémolymphe colorés (histocytologie) ou l'histologie pour augmenter les chances de détecter des infections légères. Culloty et al. (2003) ont indiqué que la technique du frottis cardiaque coloré n'était pas fiable pour détecter des infections latentes. Lynch et al. (2008) ont affirmé que l'examen du frottis cardiaque était la technique individuelle la plus sensible par rapport à l'histologie, une réaction en chaîne de la polymérase (PCR) et un essai d'hybridation in situ (ISH), mais une plus grande sensibilité de détection a été obtenue lorsque les résultats de frottis cardiaque et de dépistage PCR ont été combinés. Les résultats des tests de comparaison interlaboratoire effectués par l'European Union Reference Laboratory for Mollusc Diseases (IFREMER, La Tremblade) en 2007, 2009 et 2012 (respectivement avec 20, 18 et 21 laboratoires participants) ont révélé que les techniques d'histologie et de prise d'empreintes tissulaires étaient généralement efficaces, mais que l'histologie permettait de détecter plus d'infections (Engelsma et al. 2014). Flannery et al. (2014b) ont aussi indiqué que les empreintes tissulaires et l'histologie avaient le taux de reproductibilité le plus élevé parmi les trois laboratoires distincts qui ont examiné les quatre méthodes de diagnostic : empreintes tissulaires, histologie, PCR et ISH. Par contre, les empreintes tissulaires et l'histologie ainsi que la microscopie électronique ne permettent pas de bien identifier l'espèce de Bonamia détectée.

Histocytologie : L'hémolymphe est retiré du muscle adducteur et placé dans un anticoagulant à l'aide d'une seringue et d'une aiguille (calibre 21 G). Les hémocytes sont placés (par cytocentrifugation ou adhésion cellulaire) dans une monocouche sur des lames de verre enduites de poly-L-lysine et colorées, puis sont examinés comme dans le cas des empreintes de tissus. Zabaleta et Barber (1996) ont observé que les résultats obtenus lors de l'examen des frottis d'hémolymphe colorés et des préparations histologiques d'une population infectée d'O. Edulis étaient les mêmes, mais ont suggéré que l'histologie était préférée pour détecter les infections légères. Da Silva et Villalba (2004) ont trouvé que cette technique était plus sensible à la détection des B.ostreae que les empreintes de tissu et l'histologie.

Histologie

Examen de coupes transversales de tissus colorés à l'hématoxyline et à l'éosine pour déceler la présence d'organismes protozoaires minuscules (2-4 µm de diamètre) dans les hémocytes (Moore 2006). On retrouve systématiquement Bonamia ostreae dans les infections de stade avancé (Balouet et Poder 1985). Dans les infections précoces, B. ostreae est souvent observé dans les hémocytes, associé aux infiltrations d'hémocytes denses dans les tissus conjonctifs des branchies et du manteau et dans les sinus vasculaires entourant l'estomac et l'intestin (Bucke 1988). Bachère et al. (1982a) ont préféré les empreintes de tissus des branchies colorés à l'examen histologique de la glande digestive pour le diagnostic de B. ostreae. Arzul et Joly (2011) ont indiqué que l'histopathologie semble plus fiable que les empreintes de tissus pour la détection du parasite en cas de faible niveau d'infection. Toutefois, l'examen des empreintes de tissus est plus rapide et moins coûteux qu'un examen histopathologique. Van Banning (1990) a émis la proposition que le B. ostreae était un parasite des tissus ovariens durant une partie de son cycle de vie.

Microscopie électronique

Préparer les tissus selon les procédures standard pour la microscopie électronique (par exemple, Moore 2006). Les stades uninucléés, diplocaryotiques et plasmodiaux avec 3 à 5 noyaux ont été décrits et illustrés (Pichot et al. 1980; Comps et al. 1980; Brehélin et al. 1982; Balouet et al. 1983 Bonmani et al. 1985; Montes et al. 1994). Les structures intracellulaires comprennent des mitochondries, des haplosporosomes, l'appareil de Golgi et des microtubules intranucléaires persistants. Deux formes de B. ostreae ont été décrites : les formes denses, 2-3 µm de diamètre avec cytoplasme riche en ribosomes, haplosporosomes et une ou deux mitochondries; et les formes claires, 2-4 µm de diamètre avec un gros nucléole dans le noyau (Grizel 1987; Bucke 1988). Ce parasite se trouve habituellement dans les hémocytes. Par contre, Montes et al. (1994) ont aussi observé B. ostreae dans les cellules épithéliales des branchies des O. edulis. Dinamani et al. (1987) ont comparé sp. chez Ostrea chilensis (Tiostrea lutaria) Bonamia avec B. ostreae. Bien que Hine et al. (2001) ainsi que Hill et al. (2010a) aient présenté des différences ultrastructurales entre B. ostreae et B. exitiosa, Narcisi et al. (2010) ont constaté que les caractéristiques ultrastructurales de B. exitiosa survenant en Italie variaient tellement qu'elles ne pouvaient pas être utilisées pour identifier de façon définitive une espèce de Bonamia. La transmission en microscopie électronique n'est pas recommandée comme technique de diagnostic, car le processus est long et peu pratique pour une application de routine. Par contre, il est recommandé lorsque des parasites de type Bonamia sont décrits dans une nouvelle espèce d'hôte (Arzul et Jolu 2011).

Essai immunologique

Une technique d'immunofluorescence basée sur des anticorps monoclonaux a été développée (Mialhe et al. 1988b, Boulo et al. 1989). Cependant, cette technique a donné des résultats peu clairs aux essais intensifs sur les huîtres du Maine, aux États-Unis (Zabaleta et Barber 1996). Bien que l'immunoessai direct d'anticorps monoclonaux en sandwich pour la détection directe de B. ostreae dans des échantillons d'hémolymphe des O. edulis ait été développé (Cochennec et al. 1992) et commercialisé pendant quelques années au milieu des années 1990, il n'est plus disponible sur le marché.

Sondes à ADN

Procédures moléculaires pour l'analyse des échantillons de Bonamia spp. ont été décrits par Moore (2006). Des segments du locus de l'ARN ribosomique (y compris des parties de la petite sous-unité [SSU ADNr ou ADNr 18S], des espaceurs transcrits internes [ITS1]) et deux gènes d'actine ont été séquencés par réaction en chaîne par polymerase (PCR) et clonage moléculaire (López-Flores et al. 2007; Hill et al. 2010a, Hill et al. 2014). Une réaction PCR spécifique d'un amplicon d'ADNr (528 paires de bases (pb) s'étendant sur 341 pb de l'ADNr 18S et 187 pb de l'ITS1) avec une séquence génique analogue à celle appartenant aux membres du phylum Haplosporidia, a été identifiée et utilisée pour détecter le parasite dans les O. edulis naturellement infectées dans le Maine, aux États-Unis (Carnegie et al. 2000a, b). Cet amplicon a également été développé dans un essai d'hybridation in situ (ISH) (Carnegie et al. 1999, 2001, 2003). L'analyse PCR s'est avérée plus sensible et moins ambiguë que les techniques cytologiques standard (empreinte tissulaire) (Carnegie et al. 2000b, Carnegie et Cochennec-Laureau 2004, Lynch et al. 2005b) et l'histologie (Balseiro et al. 2006). Une autre sonde d'ADN, qui amplifie un produit de 300 paires de bases, a été identifiée à partir de la même région du génome par Cochennec et al. (2000). Outre la détection de B. ostreae, ces sondes ont également détecté Bonamia exitiosa et Haplosporidium nelsoni, mais les B. ostreae peuvent être différenciées des autres Haplosporidia par application du polymorphisme de longueur des fragments de restriction (PLFR) (Hine et al. 2001. Une procédure d'exploitation standard pour cette technique est présentée à l'adresse EURL for Molluscs Diseases). Dans certaines circonstances, les amorces de Cochennec et al. (2000) génèrent un produit non spécifique d'environ la même taille que le produit escompté de 300 paires de bases (Engelsma et Hine 2009a, Carrasco et al. 2012; Engelsma et al. 2014). Le fragment non spécifique de 295 paires de bases qui peut être généré provient probablement du séquençage hôte de l'amplicon d'origine visant à confirmer les résultats positifs obligatoires (Engelsma et Hine 2009a). Hill et al. (2010b, 2014) ont établi un autre test PCR classique visant à amplifier une région ~205 paires de bases de l'ADN ribosomique SSU avec la spécificité la plus étendue possible de Bonamia spp., ce qui amplifierait toutes les lignées et espèces connues.

Marty et al. (2006) ont élaboré un essai Taqman® PCR en temps réel qui amplifie un fragment d'ADN cible de 68 paires de bases de l'ADNr 18S, conçu pour ne pas amplifier l'ADN d'autres Haplosporidia. Cette analyse s'est avérée avoir une plus grande sensibilité diagnostique que l'histopathologie, même lorsqu'elle est utilisée pour analyser des coupes de paraffine (Marty et al. 2006). Corbeil et al. (2006) ont également développé un essai Taqman® PCR en temps réel pour la détection de Bonamia spp (mais pas Haplosporidium nelsoni ni Haplosporidium costale), dont la sensibilité est comparable à celle des essais PCR classiques, mais qui produit plus rapidement des résultats avec un faible risque de contamination croisée des échantillons et qui peut être optimisé pour déterminer l'intensité de l'infection. L'essai PCR en temps réel développé par Robert et al. (2009) n'a pas donné lieu à une réaction croisée avec les parasites étroitement liés, y compris Bonamia exitiosa, s'est révélé au moins 10 fois plus sensible que la PCR classique (réalisée selon Cochennec et al. [2000]) et est quantitatif. Ramilo et al. (2013) ont décrit les essais de diagnostic classiques PCR (cPCR) et en temps réel propres à l'espèce pour B. ostreae et B. exitiosa chez les O. edulis ainsi qu'une méthode PCR multiple afin d'être en mesure de détecter les deux parasites avec un seul test. La sensibilité de ces procédures était plus élevée avec des tissus des branchies et des gonades plutôt que des branchies uniquement. Bien que l'application d'outils statistiques (méthode de probabilité maximale) pour la comparaison de ces tests et de l'histologie ait démontré la possibilité de faux résultats positifs, toutes les procédures ont démontré des résultats négatifs lorsqu'utilisées pour l'analyse des huîtres provenant d'une zone exempte de Bonamia (Ramilo et al. 2013).

Flannery et al. (2014b) ont déterminé que la PCR présentait le niveau de détection le plus élevé de tous les laboratoires lors d'une étude menée dans trois laboratoires distincts (un en Irlande, en Angleterre et en Espagne) pour examiner quatre méthodes de diagnostic couramment utilisées : empreintes cardiaques, histologie, PCR et ISH. Si un essai PCR était utilisé pour détecter l'infection au-delà de l'aire de répartition géographique et des hôtes connus de B. ostreae, la visualisation du parasite et/ou le séquençage du produit étaient nécessaires pour diagnostiquer et confirmer que l'ADN détecté par PCR était celui de B. ostreae (Culloty et Mulcahy 2007, Narcisi et al. 2010, Engelsma et al. 2014). En général, les outils de diagnostic basés sur l'ADN requièrent une validation, une définition de la spécificité et un développement ultérieur avant une application complète (Renault 2008). Néanmoins, une hybridation in vitro avec une sonde marquée digoxigénine (DIG) a été utilisée pour localiser des infections légères de B. ostreae dans les coupes histologiques des branchies et de l'épithélium du tube digestif, indiquant que ces tissus peuvent être les premiers sites infectés. Hill et al. (2014) ont décrit une sonde DIG ISH spécifique à B. ostreae. De même, une hybridation in vitro en fluorescence utilisant un cocktail de trois sondes marquées de fluorescéine n'a pas produit de réaction croisée avec H. nelsoni (Carnegie et al. 2003).

D'autres composants du génome de B. ostreae ont été décrits mais, à ce jour, aucun d'entre eux n'a été développé en tests diagnostiques (Prado-Alvarez et al., 2013).

Culture

On a observé une multiplication limitée de B. ostreae sur des explants des branchies provenant d'huîtres fortement infectées après 3 jours in vitro à 20 °C (Comps 1983). Les protocoles pour la préparation des suspensions cellulaires purifiées de B. ostreae provenant d'huîtres infectées ont été décrits à l'aide d'un gradient de densité discontinu de Percoll (Bachère et al. 1982b; Bachère et al. 1986) et d'un gradient discontinu de sucrose (Mialhe et al. 1988). Les cellules purifiées à partir de ces deux techniques ont conservé l'infectivité et la morphologie ultrastructurale et ont été utilisées dans des analyses cytochimiques du parasite (Hervio et al. 1991). Des isolats purifiés ont également été utilisés pour déterminer que, in vitro, la survie de B. ostreae était significativement inférieure à 25 °C par rapport à 4 °C et 15 °C (surtout après 48 heures d'incubation), et des salinités élevées (supérieures ou égales à 35 grammes de sel par litre d'eau de forage des fonds marins à laquelle on a ajouté du sel naturel) favorisaient la survie du parasite (Arzul et al. 2009).

Méthodes de contrôle

La gestion efficace de la maladie engendrée par B. ostreae est complexe en raison de l'exhaustivité du processus de production des huîtres et des options limitées en matière de lutte contre la maladie chez les stocks de culture en eaux libres entourés de populations d'huîtres sauvages (Engelsma et al. 2014). S'assurer qu'aucune huître plate des États-Unis d'Amérique ou d'Europe n'est introduite dans des zones où la bonamiose n'a jamais été observé. Des transferts pathogènes par des mouvements d'organismes aquatiques semblent être une cause majeure des épizooties (Renault 2008). Certaines huîtres provenant de zones endémiques peuvent être asymptomatiques et ne montrent aucun signe de Bonamia lorsqu'on utilise les techniques de détection habituelles. Dans la mesure où les larves des O. edulis peuvent être infectées par B. ostreae tout en étant retenues dans la cavité palléale des huîtres mères infectées, le transfert des larves à des fins d'aquaculture doit être contrôlé en particulier quand elles sont exportées dans des zones où B. ostreae est présent (Arzul et al. 2011). Bien qu'aucune méthode de diagnostic ne soit précise à 100 % pour détecter la présence de B. ostreae, Flannery et al. (2014b) ont indiqué que la combinaison d'une méthode axée sur la microscopie (pour voir le parasite) et d'une méthode moléculaire (pour augmenter la sensibilité aux infections légères) permettrait d'établir un diagnostic plus précis de B. ostreae. Une grande attention est de mise pour détecter les infections légères (possiblement récemment contractées). Si des animaux infectés sont introduits dans une population naïve, on peut s'attendre à un taux de mortalité élevé sur six années, au moins (Van Banning 1985, 1991). À ce jour, il n'existe pas de procédure d'éradication connue. Malgré les premières tentatives visant à éradiquer B. ostreae des Pays-Bas (Van Banning 1988), ce parasite est désormais endémique aux O. edulis dans le lac Grevelingen, Pays-Bas (Engelsma et al. 2010).

Il est possible de réduire les mortalités dues à la bonamiose grâce à la culture en suspension, la réduction du stress lié à la manipulation et la réduction de la densité d'élevage (Tigé et al. 1984). En Galice, Espagne, des huîtres cultivées sous radeau suspendues à 1-2 mètres de profondeur avaient une plus faible prévalence d'infection et de mortalité que les cohortes tenues à 8-9 mètres de profondeur, ce qui permet de déduire que la proximité par rapport au fond marin peut être un facteur dans la transmission (Lama et Montes 1993). Les zones subtidales de croissance semblent également être moins gravement touchées que les zones intertidales. Les naissains d'huîtres des colonies naturelles doivent être évités, car ces huîtres ont tendance à être significativement plus infectées par le parasite que les naissains produits par les écloseries (Conchas et al. 2003). Montes et al. (2003) ont observé que les O. edulis pourraient être cultivées avec succès dans les secteurs contaminés par B. ostreae en Galice, en Espagne, si elles étaient rapidement commercialisées après environ 15 à 18 mois de culture. De plus, Arzul et al. (2006) ont indiqué que la bonamiose tue des huîtres de plus de deux ans, mais les O. edulis peuvent se reproduire après la première année. Ainsi, les stocks d'huîtres régulièrement récoltés pour une optimisation de la croissance ou la vente entraînent l'élimination d'huîtres hautement infectées.

Le Bec et al. (1991) ont suggéré que le fait de cultiver des O. edulis avec des C. gigas, lesquelles ne sont pas naturellement prédisposées à l'infection, peut aider à réduire l'infection des O. edulis. Toutefois, une étude a révélé que la croissance des O. edulis est réduite lorsqu'elles sont cultivées avec des C. Gigas (Robert et al. 1991). Dans une autre étude, l'élevage mixte d'O. Edulis et de C. gigas n'a pas significativement réduit la prévalence de B. ostreae chez O. edulis (Bodoy et al., 1991). De même, B. ostreae peut affaiblir la capacité compétitive des O. edulis par rapport à l'huître du Pacifique introduite C. gigas, en particulier pendant les années où les températures d'eau sont élevées (Engelsma et al. 2010). Malgré les pratiques de gestion qui consistent à réduire les densités de peuplement dans la culture en suspension ou à vendre des huîtres à un poids inférieur avant que surviennent des mortalités significatives de B. ostreae, la production des O. edulis est restée faible en Europe à cause de la bonamiose (Lallias et al. 2008).

L'infection expérimentale par l'inoculation de B. ostreae chez trois populations distinctes de O. edulis en France n'a pas révélé de différence significative dans la vulnérabilité entre les populations (Bachère et Grizel 1983). Toutefois, des études sur le terrain visant à déterminer la résistance potentielle à la maladie dans un certain nombre de populations de O. edulis provenant de divers endroits en Europe ont indiqué que certains stocks sont nettement plus résistants (évaluation des mesures de la prévalence et de l'intensité d'infection et de mortalité cumulative) dans certains essais que dans d'autres (Culloty et al. 2004). Dans la baie de Quiberon, en France, où la production commerciale des O. edulis dépend du transfert des huîtres provenant d'autres régions de la Bretagne avant commercialisation, malgré les risques liés aux transferts de mollusques vivants, et où B. ostreae a été détecté depuis 1980, la prédominance de B. ostreae est d'ordinaire inférieure à 15 % avec moins d'éruptions graves que par le passé, ce qui indique que les huîtres ont développé une tolérance naturelle au parasite (Arzul et al. 2005b). De plus, les fréquences de détection enregistrées dans les deux principales zones de culture en France (baies de Quiberon et Cancale) ne présentaient pas de corrélation significative, ce qui indique que les paramètres environnementaux et les pratiques aquacoles ont plus de répercussions sur l'évolution de la maladie que la charge parasitaire initiale (Arzul et al. 2006). Montes et al. (1996) ont également fait savoir qu'en Galice, en Espagne, la prévalence d'infection chez des huîtres exposées par voie expérimentale variait considérablement selon l'emplacement. En Irlande, la prévalence, l'intensité et la nature saisonnière de l'infection étaient très semblables chez les spécimens d'un stock exposé à B. ostreae pendant 22 ans et chez ceux d'un stock infecté pendant 5 ans. Bien que ces stocks d'huîtres infectées fussent en mesure de se maintenir pendant de longues périodes, la prévalence de B. ostreae resterait relativement stable sans une intervention visant à améliorer le niveau de résistance, notamment la reproduction aux fins de résistance sur plusieurs années (Flannery et al. 2014a).

Des études ont montré un certain succès de la reproduction chez les huîtres plates résistantes à la bonamiose (Martin et al. 1993; Boudry et al. 1996; Baud et al. 1997; Naciri-Graven et al. 1998, 1999; Culloty et al. 2001; Lallias et al. 2008). Cependant, il existe des données probantes de l'analyse de locus de microsatellites d'ADN indiquant qu'une baisse démographique s'est produite pendant le processus de sélection dans certains stocks de O. edulis résistants à la bonamiose. Le petit nombre de spécimens qui ont réussi à se reproduire devrait contribuer à l'élevage en consanguinité et avoir d'importantes répercussions dans la gestion future d'au moins trois populations sélectionnées résistantes à la bonamiose (Launey et al. 2001). En 1998, afin de contrer la consanguinité, des familles d'huîtres ont été élevées de manière sélective pour produire une descendance avec une plus grande diversité génétique. Ces familles ont montré une amélioration du taux de survie et une prévalence moindre de l'infection comparativement aux huîtres du groupe de contrôle dans les zones infectées par B. ostreae (Lapègue et al. 2003). À Rossmore, Cork Harbour, en Irlande, à la suite d'importantes pertes de stocks causées par la bonamiose, un programme d'élevage sélectif a été lancé en 1988 afin de produire des huîtres résistantes à B. ostreae. Des huîtres survivantes de 3 ou 4 ans ont été utilisées comme stock de géniteurs pour assurer un frai contrôlé dans des étangs de frai à terre. Les résultats de plus de 30 ans de surveillance indiquent que cette intervention a réduit les mortalités causées par O. edulis à un nombre négligeable pendant les quatre premières années de croissance. La prévalence de B. ostreae est maintenant faible, et il n'existe aucune corrélation entre la prévalence de l'infection et la mortalité des huîtres (Lynch et al., 2014).Une approche controversée au développement de la résistance à la bonamiose a été suggérée dans deux études, Morvan et al. (1994) et Morvan et al. (1997), qui ont déterminé que B. ostreae et non les O. edulis étaient sensibles aux peptides antimicrobiens magainine 1 (extraits à l'origine de la peau de la grenouille Xenopus laevis) et tachyplésine 1 (extrait des hémocytes du crabe des Moluques Tachypleus tridentatus), qui peuvent fournir des séquences génétiques efficaces pouvant éventuellement être utilisés pour transformer génétiquement les mollusques.

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Citation

Bower, S.M. (2015) : Précis des maladies infectieuses et des parasites des mollusques et des crustacés exploités commercialement : Bonamia ostreae des huîtres

Date de la dernière révision : Janvier 2015
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